پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شماره‌ها | 1,652 |
| تعداد مقالات | 13,408 |
| تعداد مشاهده مقاله | 30,255,309 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 12,090,620 |
مقایسه اثر زیادی آهن و کاربرد سیلیکون بر فلورسانس کلروفیل بخش هوایی و تغییرات تکوینی ریشه دانه‌رست‌های گیاه برنج | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| علوم زیستی گیاهی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 3، دوره 11، شماره 3 - شماره پیاپی 41، آذر 1398، صفحه 17-32 اصل مقاله (1.14 M) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/ijpb.2019.110931.1099 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| پویان مهربان جوبنی* 1؛ علی برزگر2؛ بهروز برزگر گلچینی2؛ علی رمضانی صیاد3؛ احمد عبدل زاده4 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 1گروه علوم پایه، دانشکده علوم دامی و شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 2گروه علوم پایه، دانشکده علوم دامی و شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 3دپارتمان کشت بافت، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی منطقه شمال (رشت) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 4گروه زیست شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه گلستان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| افزایش اسیدیته در شرایط کشت غرقابی زمین‌های برنج، سبب بالارفتن حلالیت و جذب سیلیکون و آهن می‌شود. این پژوهش با هدف مقایسه اثرات کاربرد سیلیکون (5/1 میلی‌مولار به صورت سیلیکات سدیم) و آهن اضافی (150 میلی‌گرم در لیتر به صورت Fe-EDTA) بر تغییرات صفات فیزیولوژیکی گیاه برنج انجام شد. بعد از 7 روز در گیاهان تیمار شده با 5/1 میلی‌مولار سیلیکون، حداقل و حداکثر میزان فلورسانس کلروفیل a در شرایط تاریکی، فلورسانس متغیر و خاموشی غیر فتوشیمیایی فتوسیستمII به ترتیب 27، 20، 19 و 8 درصد افزایش یافت، اما در دانه‌رست‌های برنج تیمارشده با آهن 150 میلی‌گرم در لیتر کاربرد سیلیکون باعث کاهش 23 درصدی حداکثر فلورسانس کلروفیل a در شرایط نوری و افزایش حدود 55 درصدی خاموشی غیر فتوشیمیایی فتوسیستمII شد. در گیاهان تیمار شده با سیلیکون نسبت به گیاهان شاهد، مقدار سیلیکون ریشه و بخش هوایی، آهن ریشه و بخش هوایی و کلسیم بخش هوایی به ترتیب 14، 20، 88، 33 و 8 درصد افزایش و مقدار کلسیم ریشه 11 درصد کاهش یافت. در برش عرضی نوک ریشه گیاهان تیمار شده با آهن اضافی نیز نسبت مساحت پوست به پروتوزایلم افزایش معنی‌داری نشان داد. سیلیکون با افزایش ظرفیت فتوسنتزی و بهبود درصد آب نسبی سبب تحریک بیشتر رشد گیاهان شد، در حالی که زیادی آهن با کاهش عملکرد کوآنتومی و کاهش موازنه آب و افزایش ترکیبات دیواره‌ای در مناطق جوان‌تر ریشه مقدار رشد گیاهان را کاهش داد. کاربرد سیلیکون در کاهش میزان انباشتگی آهن در گیاهان اثری نداشت و نتوانست اثرات سمیت آهن در کاهش رشد را تخفیف دهد. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژه‌ها | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| دانه‌رست گیاه برنج؛ زیادی آهن؛ سیلیکون؛ فلورسانس کلروفیل | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
کنترل هم‌ایستایی و بخش‌بندی آهن به‌وسیلۀ سیستم‌های انتقالی در سلول‌های گیاهان بسیار مهم است. آهن به کمک ریشۀ گیاه از محلول خاک به دست می‌آید و به حالت پیوندشده با برخی از اسیدهای آلی و فسفات‌های غیرآلی بین بخش‌های مختلف گیاه در مسافت‌های طولانی توزیع می‌شود. در شرایط آهن کافی، تمام گیاهان شلات-Fe3+ واردشده به درون گیاه را احیا می‌کنند و درنتیجه، Fe2+ از طریق سیستم انتقال با تمایل کم آهن از میان غشای پلاسمایی منتقل می‌شود (Bienfait, 1988). در گیاهان برنج به‌علت شرایط غرقابی و احیای آهن فریک (Fe3+) به فرو (Fe2+)، سمیت آهن یکی از متداول‌ترین مشکلات تغذیه‌ای کشت برنج است (Sahrawat, 2010). تغییرات آهن دردسترس (Fe2+) برای ریشۀ گیاه برنج با اکسیدشدن ریزوسفر (فضای 1 میلی‌متری اطراف ریشه که به‌طور مستقیم با خاک ارتباط دارد) به‌واسطۀ اکسیژن ازدست‌رفته از فضای آئرانشیم ارتباط مستقیم دارد؛ ازاینرو برای اینکه سمیت آهن اتفاق بیافتد، باید Fe2+ پیش‌از جذب توسط ریشه از مانع اکسیداسیون ریزوسفر عبور کند. بخشی از این آهن جذب‌شده در ریشه باقی می‌ماند و بخش دیگر آن از طریق آوندهای چوبی و پس‌از عبور از سد نوار کاسپاری وارد ساقه می‌شود (Marschner, 2011). آزمایش‌های Kampfenkel و همکاران (1995) روی گیاه توتون نشان دادند در همان ساعت‌های اولیۀ تنش زیادی آهن، فعالیت کاتالاز دو برابر می‌شود، میزان تنفس افزایش می‌یابد و فعالیت گلوکز-6- فسفات‌دهیدروژناز سیتوزولی بیشتر از دو برابر می‌شود؛ هم‌زمان مقدار هگزوزهای آزاد کاهش و فعالیت آسکوربات‌پراکسیداز در کمتر از 12 ساعت دو برابر می‌شود. Caro و Puntarulo (1996) مشاهده کردند اضافه‌کردن Fe-EDTA تا غلظت 5/0 میلی‌گرم به محیط‌کشت باعث افزایش مقدار آهن در بافت‌ها و تنش اکسیداتیو در ریشۀ سویا می‌شود. در سطح سلولی، مقدار آهن و میزان احیای Fe-EDTA در میکروبادی‌های جداشده از ریشههای گیاهان تیمارشده با آهن در مقایسه با شاهد افزایش می‌یابد. اگرچه سیلیکون فراوان‌ترین عنصر معدنی در پوستۀ زمین است، غلظت آن در محلول خاک در مقایسه با عناصر دیگر کم است. همۀ گیاهانی که در خاک رشد می‌کنند، سیلیکون را جذب می‌کنند، اما مقدار سیلیکون در بافت‌های گیاهی بسیار متفاوت است و بین 1/0 تا 10 درصد وزن خشک گیاهان را تشکیل می‌دهد. گیاهانی مانند برنج، جو و چغندرقند مقادیر زیادی از سیلیکون را جذب می‌کنند که باعث افزایش عملکرد گیاه می‌شود (Lavinsky et al., 2016). نتایج گزارش‌های مختلف نشان می‌دهند حضور سیلیکون در شرایط سمیت آهن به افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز ریشه، آنزیم پلی‌فنل‌اکسیداز بخش هوایی و آنزیم پراکسیداز محلول (پراکسیداز سیتوزولی) ریشه و بخش هوایی گیاه برنج منجر می‌شود (Chalmardi et al., 2014)؛ همچنین کاربرد سیلیکون سبب پلاک‌های آهن در سطح ریشه، افزایش طول ریشه و انتقال آهن از ریشه به بخش هوایی می‌شود (You-Qiang et al., 2012). از سویی، Savant و همکاران (1996) گزارش کردند سیلیکون به‌واسطۀ ارتقای تأمین اکسیژن از ساقه به ریشه، ظرفیت اکسیدشدن ریشه‌ها را افزایش می‌دهد که به اکسیداسیون آهن فرو (محلول) به آهن فریک (نامحلول) در سطح ریشه منجر می‌شود و به‌این‌ترتیب، جذب بیشتر آهن و انتقال آن از ریشه به ساقه را متوقف می‌کند. در سال‌های اخیر، روش فلورسانس کلروفیل به‌طور گسترده در بسیاری از مطالعه‌های اکوفیزیولوژی به کار گرفته شده است؛ آثار تنش‌های بلندمدت و کوتاه‌مدت و آسیب به اجزای فتوسنتزکننده را می‌توان از طریق فلورسانس کلروفیل تشخیص داد (Lichtenthaler and Rinderle, 1988). جریان الکترون در فتوسنتز، شاخصی برای میزان کلی فتوسنتز است و اندازه‌گیری فلورسانس کلروفیل، تخمین میزان جریان الکترون و شیوۀ عمل فتوسنتز را امکان‌پذیر می‌کند؛ از سویی، فلورسانس کلروفیلی بازتاب واکنش‌های اولیۀ فتوسنتز و شاخص فیزیولوژیکی معتبری برای مشخص‌کردن تغییرات القایی محیط در دستگاه فتوسنتزی است که ارزیابی آن بدون تخریب بافت گیاهی و در کمترین زمان انجام می‌شود. بیشترین فلورسانس کلروفیل (Fv/Fm) در برگ‌های سالم اکثر گونه‌های گیاهی مطالعه‌شده نزدیک به 8/0 است؛ کم‌شدن این مقدار نشان می‌دهد بخشی از مراکز واکنش فتوسیستم II آسیب دیده و مهارسازی نوری اتفاق افتاده است (Björkman and Demmig, 1987). گزارش‌هایی دربارۀ اثر زیادی آهن و کاربرد سیلیکون بر افزایش مقدار ترکیبات دیواره‌ای مانند لیگنین در ریشۀ برنج وجود دارند (Fang and .Kao, 2000; Fleck et al., 2010; Chalmardi et al., 2014)؛ همچنین گزارش شده است کاربرد سیلیکون به افزایش کمپلکس لیگنین- کربوهیدرات در دیوارۀ سلولی سلول‌های اپیدرمی برنج منجر می‌شود که جایگاه‌های جذب فراوانی را برای فلزات سنگین (ازجمله آهن) ایجاد می‌کند (da Cunha and do Nascimento, 2009). تغییرات اجزا و چگونگی تکوین دیوارۀ سلولی به‌آسانی با دستگاه FTIR اندازه‌گیری می‌شود. پیک خروجی دستگاه FTIR به‌شکل طیف است و قله‌های هر پیک نشاندهندۀ وجود گروه‌های عملکردی یک ترکیب ساختاری‌اند. اصلی‌ترین طول موج‌های FTIR ترکیبات دیوارۀ سلولی گیاهان در محدودۀ طول موج‌های 500 تا 2000 بر سانتی‌متر واقع شده‌اند (Alonso-Simón et al., 2011)؛ هرچه قلۀ پیک‌ها در نمودار اسپکتروم نمونه‌های تیمارشده در محدودۀ مقدار جذب بیشتر قرار گیرد، افزایش گروه‌های عملکردی و افزایش مقدار ترکیبات دیواره‌ای را نشان می‌دهد. ارزیابی‌های FTIR نیز تأییدی بر مطالعه‌های کمّی و کیفی سازوکارهای برهم‌کنش بین مولکول‌های دیواره از طریق باندهای هیدروژنی‌اند. Zeier و Schreiber (1999) از طریق طول موج‌های به‌دست‌آمده از FTIR، گروه‌های عملکردی موجود در دیوارۀ سلولی را مشخص کردند که شامل نسبت مشخصی از پلیمرهای زیستی مانند لیگنین و سوبرین به همراه کربوهیدرات‌ها و پروتئین‌ها بودند و از طریق تغییرات همین گروه‌های عملکردی، تغییرات مراحل تکوینی دیوارۀ سلولی گیاهان را بررسی کردند. هدف مطالعۀ حاضر با‌توجه‌به سمیت آهن اضافی در مزارع برنج، ارزیابی برهم‌کنش سیلیکات‌سدیم بر سمیت ناشی از زیادی آهن بر میزان رشد، انباشتگی عناصر سیلیکون، آهن، پتاسیم و کلسیم در ریشه و بخش هوایی دانه‌رست‌های گیاه برنج و ارزیابی شاخص‌های فلورسانس کلروفیل است؛ همچنین تغییرات تمایزی نوک ریشه متأثر از زیادی آهن و کاربرد سیلیکون به کمک دستگاه FTIR و رنگ‌آمیزی مضاعف ارزیابی می‌شود.
مواد و روش‌ها. آزمایش حاضر در تابستان سال 1395 در اتاقک کشت آزمایشگاه زیست‌شناسی گیاهی دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری با دورۀ نوری 16 ساعت روشنایی/8 ساعت تاریکی، دمای 24 درجۀ سانتی‌گراد و رطوبت نسبی 50 درصد انجام شد. در پژوهش حاضر از بذرهای گیاه برنج، رقم فجر (Oryza sativa L. cv Fajr) استفاده شد. بذرها با هیپوکلریت‌سدیم 3 درصد و یک قطره توئین 20 به‌مدت 20 دقیقه استریل سطحی شدند. جوانه‌زنی بذرها روی کاغذ صافی به‌مدت 10 روز در دمای 25 درجۀ سانتی‌گراد انجام شد و سپس دانه‌رست‌ها به محیط‌کشت حاوی محلول یوشیدا منتقل شدند. آزمایش در قالب طرح کاملاً تصادفی با چهار تکرار و به‌شکل فاکتوریل انجام شد؛ فاکتور اول، سیلیکون در دو سطح صفر و 5/1 میلی‌مولار به‌شکل سیلیکات‌سدیم و فاکتور دوم، آهن در دو سطح صفر و 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر به‌شکل شلات آهن (Fe-EDTA) بود. گیاهان پس‌از 7 روز تیماردهی، به‌منظور مطالعۀ مقدار وزن، تغییرات فلورسانس بخش هوایی، مقدار عناصر سیلیکون، آهن، پتاسیم و کلسیم و نیز تغییرات تشریحی نوک ریشه برداشت شدند. پس‌از گذشت 7 روز از تیمارهای اعمال‌شده، صفت‌های فلورسانس کلروفیل با دستگاه فلورومتر (PAM 2500-Walz, Germany) روی آخرین برگ توسعه‌یافته (برگ چهارم از بالا) اندازه‌گیری شد. با استفاده از صفت‌های تعیین‌شده در برگ‌های سازگار به تاریکی و روشنایی، میزان فلورسانس متغیر (Fv)، بیشترین کارایی کوآنتومی فتوسیستم II (Fv/Fm)، کارایی کوآنتومی فتوشیمیایی مؤثر فتوسیستم II (Y(II))، کارایی کوانتومی غیرفتوشیمیایی تنظیم‌شدۀ فتوسیستم II (Y(NPQ))، کارایی غیرفتوشیمیایی تنظیم‌نشدۀ فتوسیستم II (Y(NO))، خاموشی غیرفتوشیمیایی (NPQ) و کارایی کمپلکس تجزیه‌کنندۀ آب در سمت دهندۀ فتوسیستم II محاسبه شد. کمترین فلورسانس کلروفیل a یعنی سطح فلورسانس زمانی که کوئینون A (نخستین پذیرندۀ الکترون از فتوسیستم II) در بیشترین حالت اکسید خود قرار دارد. بیشترین فلورسانس کلروفیل a در برگ سازگارشده با تاریکی یعنی سطح فلورسانس زمانی که کوئینون A در بیشترین حالت احیا قرار دارد (مرکز واکنش فتوسیستم II بسته است). فلورسانس متغیر از برگ سازگارشده با تاریکی، توانایی فتوسیستم II را برای عملکرد فتوشیمیایی نشان می‌دهد. بیشترین عملکرد کوآنتومی فتوسیستم II در شرایط سازگارشده با تاریکی نشاندهندۀ بیشترین کارایی جذب نور توسط کمپلکس‌های جمع‌کنندۀ نوری فتوسیستم II است که به انرژی فتوشیمیایی تبدیل می‌شود (احیای کوئینون A). عملکرد کوآنتومی فتوسیستم II در شرایط سازگارشده با نور تخمینی از کارایی آنتن‌های جمع‌آوری‌کنندۀ نور (LHC) فتوسیستم II است که برای عملکرد فتوشیمیایی (احیای کوئینون A) استفاده می‌شود؛ همچنین خاموشی غیرفتوشیمیایی، اتلاف حرارتی توسط چرخۀ زانتوفیل و خاموشی فتوشیمیایی الکترون برانگیختۀ اکسیداسیون کوئینون A و باز‌بودن مرکز واکنش فتوسیستم II را نشان می‌دهد. استخراج سیلیسیم به روش هضم اتوکلاوی انجام شد. مقدار ٢ میلی‌لیتر آب‌اکسیژنه (H2O2) 50 درصد (حجمی) و ٥/٤ میلی‌لیتر هیدروکسیدسدیم (NaOH) 50 درصد (وزنی) به ١٠٠ میلی‌گرم پودر خشک‌شدۀ ریشه و بخش هوایی گیاه اضافه و به‌مدت ١ ساعت در اتوکلاو با فشار ١٣٨ کیلوپاسکال قرار داده شد؛ درنهایت، محلول به‌دست‌آمده با کاغذ صافی واتمن شمارۀ 1 صاف شد. به‌منظور استخراج عناصر پتاسیم، آهن و کلسیم، باقیماندۀ وزن خشک بخش هوایی و ریشۀ گیاهان آزمایش‌شده پس‌از پودرشدن، درون بوتۀ چینی ریخته و برای حذف ترکیبات آلی به‌مدت 4 ساعت درون کوره با دمای 575 درجۀ سانتی‌گراد سوزانده شد. خاکستر به‌دست‌آمده در 1 میلی‌لیتر کلریدریک‌اسید 6 نرمال محلول و به‌مدت یک شبانه‌روز به حالت سکون رها شد. ترکیب حاصل باکاغذ صافی واتمن صاف و درنهایت با آب مقطر به حجم 10 میلی‌لیتر رسانده شد. اندازه‌گیری مقدار پتاسیم با دستگاه Jenway Flame photometer مدل PFP7 و اندازه‌گیری عناصر سیلیکون، آهن و کلسیم با دستگاه Microwave plasma atomic emission spectroscopy مدل Agilent MP-AES4100 انجام شد. برای به‌دست‌آوردن نمودارهای اسپکتروم طیف FTIR از دستگاه Perkin Elmer Spectrum RX1 FT-IR استفاده شد. مقدار 005/0 گرم از نمونه‌های پودر‌شدۀ ریشۀ گیاهان که به‌مدت 72 ساعت در دمای 50 درجۀ سانتی‌گراد کاملاً خشک شده بود، به‌خوبی با 1/0 گرم پودر برماید‌پتاسیم (KBr) ساییده شد و برای قرارگیری در دستگاه در فشار 5/1 مگاپاسکال به‌شکل قرص درآمد. محدودۀ طول موج دستگاه برای نمونه‌ها از 400 تا 2000 بر سانتی‌متر و با شفافیت طول‌موجی 4 بر سانتی‌متر و 32 بار اسکن بود. به‌منظور بررسی‌های تشریحی، نمونه‌برداری از ناحیۀ 1 سانتی‌متری نوک ریشه انجام شد. برای بررسی ویژگی‌های تشریحی ریشه، پس‌از تثبیت نمونه‌ها در محلول F.A.A. (محلول تثبیت‌کننده برای رنگ‌آمیزی بافت‌های گوناگون گیاهی که نام آن مخفف حرف اول ترکیبات فرمالین، الکل اتیلیک50 درصد و استیک‌اسید است) به‌مدت 48 ساعت، برش‌های عرضی به ضخامت 13 میکرومتر با میکروتوم (DIA PATH) تهیه شدند. رنگ‌آمیزی نمونه‌ها با رنگ‌آمیزی مضاعف سافرانین O- فست گرین انجام شد (Ruzin, 1999). عکس‌برداری از برش‌ها با میکروسکوپ نوری و فلورسانس SMART CANADA DIGITAL CAMERA DXM 1200 انجام و مقدار آئرانشیم، نسبت پوست به استوانۀ مرکزی و مساحت بزرگ‌ترین پروتوزایلم در فاصلۀ 1 سانتی‌متری نوک ریشۀ دانه‌رست‌های برنج با نرم‌افزار Digimizer 4.1.1.0 اندازه‌گیری شد.
نتایج. زیادی آهن سبب کاهش مشخص رشد دانه‌رست‌های برنج و کاربرد سیلیکون سبب افزایش معنادار رشد به‌ویژه در بخش هوایی دانه‌رست‌ها نسبت به تیمار شاهد شد. در دانه‌رست‌های تیمارشده با 5/1 میلی‌مولار سیلیکون، مقدار وزن تر و خشک بخش هوایی، وزن تر و خشک کل و میزان آب نسبی به ترتیب 8، 6، 3، 7 و 5 درصد افزایش یافت؛ اما در دانه‌رست‌های تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، کاربرد سیلیکون سبب کاهش معنادار صفت‌های رویشی دانه‌رست‌های برنج شد (جدول 1).
جدول 1- درصد تغییرات بین میانگین تیمارهای آهن اضافی و کاربرد سیلیکون بر صفات رویشی دانه‌رست‌های برنج
*میانگین هر ستون که در یک حرف مشترک باشند، در سطح احتمال 5 درصد با آزمون دانکن تفاوت معناداری ندارد.
ارزیابی فلورسانس کلروفیل در تنش آهن اضافی (150 میلی‌گرم‌در‌لیتر) و کاربرد سیلیکون (5/1 میلی‌مولار) در دانه‌رست‌های گیاه برنج: مقایسۀ میانگین صفت‌های فلورسانس کلروفیل برگ‌های دانه‌رست‌های گیاه برنج نشان داد در گیاهان تیمارشده با 5/1 میلی‌مولار سیلیکون، کمترین و بیشترین میزان فلورسانس کلروفیل a در شرایط تاریکی، فلورسانس متغیر و خاموشی غیرفتوشیمیایی فتوسیستم II به‌ترتیب 27، 20، 19 و 8 درصد افزایش می‌یابد؛ اما در دانه‌رست‌های برنج تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، کاربرد سیلیکون باعث کاهش 23 درصدی بیشترین فلورسانس در شرایط نوری و افزایش حدود 55 درصدی خاموشی غیرفتوشیمیایی فتوسیستم II می‌شود (جدول 2). در دانه‌رست‌های بدون تغذیۀ سیلیکون، زیادی آهن سبب کاهش معنادار کمترین و بیشترین فلورسانس کلروفیل در شرایط تاریکی و نوری و بیشترین عملکرد کوآنتومی گیاهان رشدیافته در محلول یوشیدا شد؛ اما در تیمار آهن اضافی، خاموشی غیرفتوشیمیایی فتوسیستم II نسبت به گیاهان شاهد به‌طور معناداری کاهش یافت. در گیاهان شاهد بدون تیمار زیادی آهن، تیمار سیلیکون باعث افزایش معنادار خاموشی غیرفتوشیمیایی فتوسیستم II نسبت به گیاهان شاهد شد (جدول 2).
جدول 2- درصد تغییرات اختلاف میانگین تیمارهای کاربرد سیلیکون در شرایط شاهد و تیمار آهن اضافی بر صفت‌های فلورسانس‌کلروفیل دانه‌رست‌های گیاه برنج
* میانگین هر ستون که در یک حرف مشترک باشند، در سطح احتمال 5 درصد با آزمون دانکن تفاوت معناداری ندارد.
.ارزیابی مقدار عناصر آهن، سیلیکون، پتاسیم و کلسیم در تنش آهن اضافی (150 میلی‌گرم‌در‌لیتر) و کاربرد سیلیکون (5/1 میلی‌مولار) در دانه‌رست‌های گیاه برنج: در گیاهان تیمارشده با 5/1 میلی‌مولار سیلیکون، مقدار سیلیکون ریشه و بخش هوایی، آهن ریشه و بخش هوایی و کلسیم بخش هوایی به‌ترتیب 14، 20، 88، 33 و 8 درصد افزایش و مقدار کلسیم ریشه 11 درصد کاهش یافت. در دانه‌رست‌های برنج تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، کاربرد سیلیکون به‌ترتیب باعث افزایش 129، 20، 27، 75، 25، 8 و 16 درصدی مقدار سیلیکون ریشه و بخش هوایی، آهن ریشه و بخش هوایی، پتاسیم ریشه و کلسیم ریشه و بخش هوایی شد (شکل 1). مقدار سیلیکون در ریشۀ گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن کاهش معناداری نشان داد؛ اما در بخش هوایی، تفاوت معناداری نسبت به گیاهان شاهد دیده نشد. کاربرد 5/1 میلی‌مولار سیلیکون در محیط‌کشت سبب افزایش معنادار سیلیکون در ریشه و بخش هوایی هر دو گیاه شاهد و تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن شد؛ به‌طوری‌که این افزایش در گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن چشمگیرتر بود (شکل 1، الف و ب). مقایسۀ میانگین مقدار عناصر ریشه و بخش هوایی دانه‌رست‌های گیاه برنج نشان داد در گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، مقدار آهن هم در ریشه و هم در بخش هوایی نسبت به گیاهان شاهد افزایش معناداری داشته است. سیلیکون در ریشه سبب افزایش معنادار مقدار آهن در گیاهان شاهد و تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن شد؛ اما این افزایش در بخش هوایی معنادار نبود (شکل 1، پ و ت). مقدار پتاسیم با تیمار 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن تغییر معناداری نسبت به گیاهان شاهد نشان نداد. سیلیکون در گیاهان شاهد سبب تغییر معنادار مقدار پتاسیم در ریشه و بخش هوایی نشد؛ اما در ریشۀ گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، سیلیکون سبب افزایش معنادار مقدار پتاسیم شد (شکل 1، ث و ج). همراه با تیمار 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، مقدار کلسیم در ریشه افزایش معناداری نسبت به گیاهان شاهد نشان داد؛ اما در بخش هوایی تفاوت معناداری مشاهد نشد. سیلیکون در بخش هوایی گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن سبب افزایش معنادار کلسیم شد (شکل 1، چ و ح)... .ارزیابی ترکیبات دیواره‌ای ریشه با دستگاه FTIR: تفاوت مشخصی در طیف اسپکتروم گیاهان برنج تیمارشده با سیلیکون در مقایسه با گیاهان برنج رشدیافته در محلول یوشیدا مشاهده نشد. در گیاهان برنج تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن و بدون کاربرد سیلیکون، افزایش محسوسی در مقدار جذب گروه‌های عملکردی ترکیبات دیواره‌ای نسبت به محلول یوشیدا مشاهده شد. قلۀ طول موج فنل‌های استری (طول موج 1720) و حلقه‌های فنلی (طول موج 1515 و 1630) در تیمار زیادی آهن نسبت به دیگر تیمارهای اعمال‌شده افزایش مشخصی داشت. کاربرد سیلیکون در گیاهان برنج تغییر محسوسی در این ترکیبات نسبت به گیاهان شاهد ایجاد نکرد؛ همچنین در تیمار زیادی آهن، اسیدهای اورونیک غیراستری (1420)، زایلوگلوکان (1120) و پکتین (952، 1014، 1097، 1104، 1146، 1243) نیز افزایش درخور توجهی نسبت به دیگر تیمارهای اعمال‌شده داشتند؛ در تمام تیمارهای اعمال‌شده، مقدار سلولز (900) تفاوت مشخصی نشان نداد (شکل 2)..
شکل 1- برهم‌کنش آهن و سیلیکون پس‌از 7 روز از آغاز تیمار بر مقدار سیلیکون، آهن، پتاسیم و کلسیم ریشه و بخش هوایی دانه‌رست‌های گیاه برنج در تیمارهای شاهد و سیلیکون 5/1 میلی‌مولار رشدیافته در محلول یوشیدا و آهن اضافی (150 میلی‌گرم در لیتر). مقادیر حاصل 3 تکرار±انحراف معیار هستند.
شکل 2- ارزیابی تغییرات ترکیبات دیواره‌ای دانه‌رست‌های گیاه برنج در تیمارهای شاهد و سیلیکون 5/1 میلی‌مولار رشدیافته در محلول یوشیدا و آهن اضافی (150 میلی‌گرم‌در‌لیتر) با دستگاه FTIR
.ارزیابی تغییرات ریخت‌شناختی نوک ریشۀ دانه‌رست‌های. گیاه برنج در تنش آهن اضافی (150 میلی‌گرم در لیتر). و کاربرد سیلیکون (5/1 میلی‌مولار): برش عرضی از فاصلۀ 1 سانتی‌متری نوک ریشۀ دانه‌رست‌های برنج در شکل 3 مشاهده می‌شود. مقاطع رنگ‌آمیزی‌شده با سافرانین O- فست گرین ، افزایش ضخامت دیواره (رنگ قرمز) در تیمارهای آهن و آهن به‌علاوۀ سیلیکون را در فاصلۀ 1 سانتی‌متری نوک ریشه نشان می‌دهند (شکل 3، الف). فضای آئرانشیمی نوک ریشۀ گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن کاهش مشخصی در مقایسه با گیاهان شاهد نشان داد (شکل 3، ب)؛ اما در سایر تیمارها، تغییری در فضای آئرانشیمی مشاهده نشد (جدول 3). نسبت پوست به قطر استوانۀ آوندی در نوک ریشۀ گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن کاهش نشان داد (جدول 3)؛ اما مساحت پروتوزایلم در فاصلۀ 1 سانتی‌متری از نوک ریشۀ گیاهان تیمارشده با آهن اضافی افزایش معناداری نسبت به گیاهان شاهد داشت. کاربرد سیلیکون 5/1 میلی‌مولار سبب افزایش مساحت پروتوزایلم نسبت به گیاهان شاهد شد (جدول 3).
شکل 3- اثر تیمارهای آهن و سیلیکون پس‌از 7 روز از آغاز تیمار بر تغییرات ریخت‌شناختی نوک ریشۀ دانه‌رست‌های برنج با رنگ‌آمیزی سافرانین O- فست گرین (مقیاس50 میکرومتر) و میکروسکوپ فلورسانس (مقیاس 200 میکرومتر). پیکان‌های روی مقطع افزایش لیگنینی‌شدن را می‌دهند. جدول 3- تغییرات اثر تیمارهای سیلیکون و آهن اضافی بر مقدار فضای آئرانشیمی (شکل 3، ب)، نسبت پوست به قطر استوانۀ آوندی و مساحت بزرگ‌ترین پروتوزایلم (شکل 3، الف) در فاصلۀ 1 سانتی‌متری از نوک ریشۀ دانه‌رست‌های برنج
± نشاندهندۀ خطای استاندارد است.
بحث زیادی آهن در دانه‌رست‌های برنج سبب کاهش مشخص رشد ریشۀ دانه‌رست‌ها شد. پس‌از آغاز سمیت آهن اضافی، قدرت اکسیداسیون ریشه کم و سطح ریشه با رسوب قهوه‌ای تیره تا سیاه‌رنگ Fe(OH)3 پوشیده می‌شود و بسیاری از ریشه‌ها از بین می‌روند (Becker and Asch, 2005). درون سلول نیز مقادیر آهن اضافی ممکن است سبب تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن مانند سوپراکسید، رادیکال‌های هیدروکسیل و پراکسیدهیدروژن شود؛ همچنین آهن می‌تواند به رادیکال‌های فریل با واکنش‌پذیری زیاد تبدیل شود که میل ترکیبی زیادی با اسیدهای چرب دارند (Becker and Asch, 2005). نتایج پژوهش Mehraban و همکاران (2008) نشان دادند زیادی آهن در گیاه برنج سبب ازدیاد غلظت پراکسیدهیدروژن و تشدید پراکسیداسیون لیپیدهای غشایی می‌شود که به کاهش پروتئین‌ها و کلروفیل و درنتیجه، کاهش رشد گیاه منجر می‌شود. کاربرد سیلیکون سبب افزایش مشخص رشد به‌ویژه در بخش هوایی تمام دانه‌رست‌ها نسبت به شاهد شد. اگرچه سیلیکون هنوز مادۀ غذایی غیرضروری برای بیشتر گیاهان تلقی می‌شود، یافته‌های پژوهشگران آثار مفید آن را در بهبود رشد نشان می‌دهند (Kiani et al., 2013). در شرایط کشت هیدروپونیک با اسیدیته‌ای که سیلیکون به‌شکل محلول است، این عنصر مستعد انتقال از محلول کشت به بخش‌های هوایی است و بنابراین، گیاهان توانایی انتقال مقادیر زیادی از سیلیکون محلول در آب را دارند؛ این مقدار جذب در گیاهان برنج و گندم به‌علت وجود انتقال‌دهنده‌های سیلیکون بیشتر است (Motomura et al., 2004). نتایج پژوهش Polanco و همکاران (2012) در گیاه لوبیا نشان دادند افزایش مقدار سیلیکون در برگ‌های تیمارشده با سیلیکون باعث افزایش جـذب کـربن خـالص، سـرعت هـدایت روزنه‌ای، فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان و درنتیجه افزایش رشد در مقایسه با گیاهان شاهد می‌شود. باوجود افزایش رشد گیاهان شاهد در معرض تیمار سیلیکون، سیلیکون در گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن سبب کاهش صفت‌های رشدی شد. به نظر می‌رسد در دانه‌رست‌های برنج، کاربرد سیلیکون برهم‌کنش منفی با زیادی آهن برقرار کرده است. زیادی آهن (150 میلی‌گرم‌در‌لیتر) سبب کاهش درصد آب نسبی شد و با کاربرد سیلیکون، درصد آب نسبی نسبت به گیاهان شاهد افزایش معناداری نشان داد. به نظر می‌رسد سیلیکون از طریق کاهش میزان تعرق سبب افزایش مقدار آب نسبی گیاه می‌شود و بهبود وضعیت آب گیاه ممکن است به افزایش فتوسنتز منجر شود (Farshidi et al., 2012). سیلیکون از طریق رسوب روی دیوارۀ سلول‌ها به‌ویژه سلول‌های اپیدرمی، ازدسترفتن آب از این بخش‌ها را کاهش می‌دهد و حرکت آب از مسیر غیرآوندی را کند می‌کند (Chen et al., 2011). افزایش محتوای نسبی آب در گیاهان تیمارشده ممکن است ناشی از افزایش توسعۀ سیستم ریشه‌ای یا کاهش ازدسترفتن آب از طریق تعرق باشد. داده‌های Kafi و همکاران (2011) نشان دادند گیاهان سورگوم تیمارشده با سیلیکون، مقدار آب نسبی و وزن خشک بیشتری دارند. با‌توجه‌به نقش آهن در زنجیرۀ انتقال الکترون و واکنش‌های اکسیداسیون و احیای فتوسنتز، اندازه‌گیری صفت‌های فلورسانس کلروفیل شاخص خوبی برای نشان‌دادن عملکرد اجزای فتوسنتزکننده و توانایی گیاه در تحمل تنش آهن است. نتایج پژوهش حاضر نشان دادند در دانه‌رست‌های بدون تغذیۀ سیلیکون، زیادی آهن تأثیر معناداری بر بیشترین و کمترین فلورسانس کلروفیل در شرایط تاریکی و نوری و حداکثر عملکرد کوآنتومی گیاهان رشدیافته در محلول یوشیدا ندارد؛ اما در دانه‌رست‌های برنج تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، کاربرد سیلیکون سبب کاهش 23 درصدی بیشترین فلورسانس در شرایط نوری و افزایش حدود 55 درصدی خاموشی غیرفتوشیمیایی فتوسیستم II می‌شود. در اثر تنش آهن و کاهش ظرفیت QA، انتقال الکترون به فتوسیستم I کاهش می‌یابد و باعث اتلاف انرژی نورانی جذب‌شده به‌شکل فلورسانس می‌شود؛ درحقیقت در جریان برانگیختگی کلروفیل، خاموش‌شدن غیرفتوشیمیایی الکترون برانگیخته (qN) بر خاموش‌شدن فتوشیمیایی الکترون برانگیخته (qP) غلبه می‌یابد و ازاینرو، عملکرد کوانتومی فتوسنتز کاهش و تلفات انرژی به‌شکل نور و گرما افزایش می‌یابد.. در آزمایش‌های Kampfenkel و همکاران (1995) روی گیاه توتون مشاهده شد در 12 ساعت اول تنش آهن، فتوسنتز بیشتر می‌شود و پس‌از‌آن، میزان فتوسنتز تا 40 درصد کاهش می‌یابد؛ کم‌شدن فتوسنتز همراه با ادامۀ احیای فتوسیستم II و افزایش‌یافتن انرژی تیلاکوئیدها محرک تنفس نوری و نشاندهندۀ تنش در گیاه است. در سیستم اپیدرم برگی، اجزای سیلیکایی ممکن است به‌عنوان دریچه (روزنه) عمل و انتقال نور به بافت مزوفیل فتوسنتزکننده را آسان کنند. آثار مفید سیلیکون در رشد گیاهان، قوی‌ترین نشانه برای سودمندبودن ویژگی‌های تجمع ژل سیلیکا در بافت‌های اپیدرمی است؛ به‌علاوه، انباشتگی سیلیکون در گیاه سبب افراشتگی بهتر ساقه و برگ‌های گیاه می‌شود و امکان سایه‌شدن برگ‌های پایینی به‌وسیلۀ برگ‌های بالایی را کم می‌کند که ممکن است بهبود دریافت نور و افزایش فتوسنتز را سبب شود (Chen et al., 2011). نتایج برخی پژوهشگران نشان می‌دهند سیلیکون با افزایش فعالیت فتوسنتزی، بهبود وضعیت آب و تحریک سیستم آنتی‌اکسیدانی تحمل به تنش‌هایی مانند شوری را افزایش می‌دهد (Zare et al., 2015). در شرایط کاربرد 5/1 میلی‌مولار سیلیکون نسبت به گیاهان شاهد، مقدار سیلیکون ریشه و بخش هوایی، آهن ریشه و بخش هوایی و کلسیم بخش هوایی افزایش معناداری یافت. بررسی مقدار سیلیسیم در بیش از 400 گونۀ گیاهی مشخص کرده است برخی گونه‌های گیاهان توانایی انباشته‌کردن سیلیکون را در بافت‌های خود دارند (Ma and Takahashi, 2002). همچنین Ma و Takahashi (2002) نشان دادند تفاوت‌های زیادی در شیوۀ توزیع سیلیکون در بخش هوایی و ریشههای گیاهان مختلف وجود دارد؛ در گندمیان، سیلیکون بیشتر در دیوارۀ سلولی رسوب می‌کند و ازاینرو، جایگزین عناصر دیگر دیوارۀ سلولی نظیر کلسیم می‌شود. مقدار تجمع سیلیکون در ریشۀ گیاهان بسیار کمتر از بخش هوایی (2 تا 3 درصد) و متفاوت از رسوب سیلیکون در بخش هوایی گیاه به‌شکل سیلیکاژل است. پس‌از جذب سیلیکون توسط گیاه، مقدار کمی سیلیکون در اپیدرم و نوار کاسپاری ریشه رسوب می‌کند (Shi et al., 2005)؛ اما همین مقدار کم، آثار زیادی در تکوین ریشه دارد. نتایج پژوهش Polanco و همکاران (2012) در گیاه لوبیا نشان دادند افزایش مقدار سیلیکون در برگ‌های گیاهان تیمارشده با سیلیکون در مقایسه با گیاهان شاهد به میزان 33 درصد افزایش می‌یابد. نتایج پژوهش حاضر نشان دادند افزایش آهن در محیط ریشۀ گیاهان، جذب بیشتر آهن و افزایش غلظت آن را در گیاه موجب می‌شود که این امر سبب ایجاد سمیت آهن و کاهش رشد ریشۀ گیاه می‌شود. غلظت بیشتر آهن در ریشه‌ها در مقایسه با برگ‌ها ممکن است به‌علت رسوب آهن در سطح ریشه یا انباشتگی آهن در سلول‌های ریشه باشد (Becker and Asch, 2005). تیمار سیلیکات‌سدیم به‌طور معناداری مقدار تجمع و جذب آهن را در دانه‌رست‌های گیاه برنج افزایش داد. Liang و همکاران (2006) گزارش کردند سیلیکون باعث بهبود سیالیت غشا و افزایش فعالیت پروتون- ATPآز می‌شود که ممکن است سبب تبدیل آهن فریک به فرو و تشدید حلالیت آهن محلول شود؛ این امر ممکن است به افزایش میزان آهن در ریشه و بخش هوایی گیاهان تغذیه‌شده با سیلیکون منجر شود؛ از سوی دیگر، داده‌های You-Qiang و همکاران (2012) نشان دادند سیلیکون می‌تواند از طریق پیوند به آهن در سطح ریشه، مقدار آهن ریشه را افزایش دهد؛ بنابراین، افزایش مقدار آهن در سطح ریشه ممکن است سبب افزایش آثار سمی آهن در ریشه شود. افزایش مقدار آهن در ریشۀ گیاهان شاهد تغذیه‌شده با سیلیکون، افزایش مقدار آهن در بخش هوایی را در پی نداشت؛ هرچند در تیمار زیادی آهن، کاربرد سیلیکون در بخش هوایی نیز میزان آهن را زیاد کرد؛ ازاینرو، بیشترشدن آثار سمی آهن و کاهش رشد، باوجود بهبود درصد آب نسبی و ازدیاد بیشترین عملکرد کوآنتومی ممکن است ارتباط مستقیمی با مقدار آهن بخش هوایی داشته باشد. در ریشۀ دانه‌رست‌های برنج، مقدار جذب کلسیم همراه با کاربرد سیلیکات‌سدیم تا حدودی کاهش یافت. Ca2+ اغلب در مقادیر میلی‌مولار محلول و دردسترس است و بیشتر در بخش‌های جوان‌تر ریشه جذب می‌شود (White, 2001). توضیح قابل‌قبولی که White (2001) ارائه کرده است گویای اینست که سمیت و متعاقب آن فعالیت بسیار کم Ca2+ در سیتوزول، سیم‌پلاست را مسیری غیرمحتمل برای جذب Ca2+ در حد میلی‌مولار (مادۀ تغذیه‌ای پُرمصرف و ضروری در دیوارۀ سلولی) می‌کند. او پیشنهاد کرده است Ca2+ از طریق آپوپلاست از خاک به‌سمت بخش هوایی حرکت می‌کند و در این میان، تنها یک مرحله جذب سیم‌پلاستی منفرد توسط سلول‌های آندودرمی انجام می‌شود؛ از این‌رو، بخش خارجی سلول‌های آندودرمی برای جذب Ca2+ و بخش داخلی برای بیرون‌راندن آن تخصصی شده‌اند؛ باوجوداین در بسیاری از گونه‌ها، نوار کاسپاری به‌شکل نوار منفرد سوبرینی تنها در بخش‌های جوان‌تر ریشه وجود دارد و در ریشههای بالغ برای پوشش کامل غشای سلول‌های آندودرمی گسترش یافته است تا از انتقال غشایی سلول‌های آندودرمی جلوگیری و جذب مواد را به خارج سلول‌های آندودرمی محدود کند (Chen et al., 2011). در تیمار سیلیکون، جذب Ca2+ از میان سلول‌های آندودرمی به بخش‌هایی از ریشه که نوار کاسپاری وجود دارد، محدود می‌شود (Mehrabanjoubani et al., 2015). نتایج طیف FTIR تأیید کردند در نوک ریشۀ دانه‌رست‌های برنج، بیشترین افزایش طول موج فنل‌های استری (طول موج 1720) و حلقه‌های فنلی (طول موج 1630 و 1515) در تیمار زیادی آهن نسبت به دیگر تیمارهای اعمال‌شده وجود دارد؛ هرچند این طیف‌ها تغییر مشخصی را در مقدار فنل‌ها در شرایط کاربرد سیلیکون نسبت به گیاهان بدون تیمار سیلیکون نشان ندادند. بیشترین اثر آهن در نزدیک به نوک ریشه دیده شد. در فاصلۀ 1 سانتی‌متری نوک ریشۀ گیاهان تیمارشده با 150 میلی‌گرم‌در‌لیتر آهن، مساحت پروتوزایلم افزایش معناداری نسبت به گیاهان شاهد داشت. زیادی آهن یکی از تنش‌های غذایی در گیاهان است که از طریق تسریع مسیرهای تبدیل اکسیژن‌های غیرفعال به رادیکال‌های آزاد اکسیژن سبب افزایش بیان و فعالیت آنزیم‌های مرتبط با پیری می‌شود؛ در این حالت، مسیرهای مرتبط با سنتز مواد دیواره‌ای به‌ویژه لیگنین افزایش می‌یابند و به‌این‌ترتیب، تغییرات تمایزی دیواره به‌سمت رأس ریشه کاملاً مشهود است. این تغییرات به‌ویژه در بخش نوک ریشۀ گیاهان تیمارشده با 5/1 میلی‌مولار سیلیکون به مقدار کمتر از تیمار آهن دیده می‌شود. داده‌های Fleck و همکاران (2010) نشان دادند سیلیکون از طریق افزایش سوبرینی‌شدن و لیگنینی‌شدن ریشه در مناطق نزدیک به رأس ریشۀ گیاه برنج سبب کاهش انتشار شعاعی اکسیژن از فضای آئرانشیمی به خارج ریشه و به‌این‌ترتیب، سبب افزایش نگهداری اکسیژن ریشه می‌شود. در گیاهان غرقاب به‌واسطۀ ازدسترفتن اکسیژن، گیاهان از سازوکارهای بیشترین نگهداری اکسیژن در بافت ریشۀ خود استفاده می‌کنند. داده‌های ارائه‌شده تأیید می‌کنند در تک‌لپه‌ای‌هایی مانند برنج، سیلیکون ظرفیت فتوسنتز و رشد گیاه را از طریق افزایش‌دادن عملکرد کوآنتومی افزایش می‌دهد؛ این در حالیست که زیادی آهن سبب کاهش عملکرد کوآنتومی، کاهش درصد آب نسبی، تحریک افزایش ترکیبات دیواره‌ای در مناطق جوان‌تر ریشه و درنهایت کاهش رشد می‌شود. در تیمارهای زیادی آهن، کاربرد سیلیکون احتمالاً از طریق بهبود کارکرد غشا در ریشه و بخش هوایی و با ایجاد پیوند، مقدار آهن در سطح ریشه را زیاد می‌کند، اما اثری در کاهش انباشتگی و تخفیف سمیت زیادی آهن و درنتیجه کاهش رشد گیاهان ندارد.
سپاسگزاری از معاونت پژوهشی دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری برای تأمین اعتبار لازم به‌منظور انجام پژوهش حاضر سپاسگزاری می‌شود. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
Alonso-Simón, A., García-Angulo, P., Mélida, H., Encina, A., Álvarez, J. M. and Acebes, J. L. (2011) The use of FTIR spectroscopy to monitor modifications in plant cell wall architecture caused by cellulose biosynthesis inhibitors. Plant Signaling and Behavior 6: 1104-1110. Becker, M. and Asch, F. (2005) Iron toxicity in rice- conditions and management concepts. Journal of Plant Nutrition and Soil Science 168: 558-573. Bienfait, H. (1988) Mechanisms in Fe‐efficiency reactions of higher plants. Journal of Plant Nutrition 11: 605-629. Björkman, O. and Demmig, B. (1987) Photon yield of O2 evolution and chlorophyll fluorescence characteristics at 77 K among vascular plants of diverse origins. Planta 170: 489-504. Caro, A. and Puntarulo, S. (1996) Effect of in vivo iron supplementation on oxygen radical production by soybean roots. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)- General Subjects 1291: 245-251. Chalmardi, Z. K., Abdolzadeh, A. and Sadeghipour, H. R. (2014) Silicon nutrition potentiates the antioxidant metabolism of rice plants under iron toxicity. Acta Physiologiae Plantarum 36: 493-502. Chen, W., Yao, X., Cai, K. and Chen, J. (2011) Silicon alleviates drought stress of rice plants by improving plant water status, photosynthesis and mineral nutrient absorption. Biological Trace Element Research 142: 67-76. da Cunha, K. P. V. and do Nascimento, C. W. A. (2009) Silicon effects on metal tolerance and structural changes in maize (Zea mays L.) grown on a cadmium and zinc enriched soil. Water, Air, and Soil Pollution 197: 323. Fang, W.-C. and Kao, C. H. (2000) Enhanced peroxidase activity in rice leaves in response to excess iron, copper and zinc. Plant Science 158: 71-76. Farshidi, M., Abdolzadeh, A. and Sadeghipour, H. R. (2012) Silicon nutrition alleviates physiological disorders imposed by salinity in hydroponically grown canola (Brassica napus L.) plants. Acta Physiologiae Plantarum 34: 1779-1788. Fleck, A. T., Nye, T., Repenning, C., Stahl, F., Zahn, M. and Schenk, M. K. (2010) Silicon enhances suberization and lignification in roots of rice (Oryza sativa). Journal of Experimental Botany 62: 2001-2011. Kafi, M., Nabati, J., Masomi, A. and Zare Mehrjerdi, M. (2011) Effect of salinity and silicon application on oxidative damage of sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench.]. Pakistan Journal of Botany 43(5): 2457-2462. Kampfenkel, K., Van Montagu, M. and Inzé, D. (1995) Effects of iron excess on Nicotiana plumbaginifolia plants (implications to oxidative stress). Plant Physiology 107: 725-735. Kiani, C. Z., Abdolzadeh, A. and Sadeghipour, H. R. (2013) Evaluation of the effects of silicon nutrition on alleviation of iron deficiency in rice plants (Oriza sativa L.) With emphasis on growth and antioxidant enzymes activity. Iranian Journal of Plant Biology 4: 61-74.
Lavinsky, A. O., Detmann, K. C., Reis, J. V., Ávila, R. T., Sanglard, M. L., Pereira, L. F., Sanglard, L. M., Rodrigues, F. A., Araújo, W. L. and DaMatta, F. M. (2016) Silicon improves rice grain yield and photosynthesis specifically when supplied during the reproductive growth stage. Journal of Plant Physiology 206: 125-132.
Liang, Y., Hua, H., Zhu, Y. G., Zhang, J., Cheng, C. and Römheld, V. (2006) Importance of plant species and external silicon concentration to active silicon uptake and transport. New phytologist 172: 63-72.
Lichtenthaler, H. K. and Rinderle, U. (1988) The role of chlorophyll fluorescence in the detection of stress conditions in plants. CRC Critical Reviews in Analytical Chemistry 19: S29-S85.
Ma, J. F. and Takahashi, E. (2002) Soil, fertilizer, and plant silicon research in Japan. 1st Edition. Elsevier, Amsterdam.
Marschner, H. (2011) Marschner's mineral nutrition of higher plants. 3rd Edition. Academic press, Amsterdam.
Mehraban, P., Zadeh, A. A. and Sadeghipour, H. R. (2008) Iron toxicity in rice (Oryza sativa L.), under different potassium nutrition. Asian Journal of Plant Science 7: 251-259.
Mehrabanjoubani, P., Abdolzadeh, A., Sadeghipour, H. R. and Aghdasi, M. (2015) Silicon affects transcellular and apoplastic uptake of some nutrients in plants. Pedosphere 25: 192-201.
Motomura, H., Fujii, T. and Suzuki, M. (2004) Silica deposition in relation to ageing of leaf tissues in Sasa veitchii (Carriere) Rehder (Poaceae: Bambusoideae). Annals of Botany 93: 235-248.
Polanco, L., Rodrigues, F., Nascimento, K., Shulman, P., Silva, L., Neves, F. and Vale, F. (2012) Biochemical aspects of bean resistance to anthracnose mediated by silicon. Annals of Applied Biology 161: 140-150.
Ruzin, S. E. (1999) Plant microtechnique and microscopy. Oxford University Press, New York.
Sahrawat, K. L. (2010) Reducing iron toxicity in lowland rice with tolerant genotypes and plant nutrition. Plant Stress 4: 70-75.
Savant, N., Snyder, G. and Datnoff, L. (1996) Silicon management and sustainable rice production. Advances in Agronomy 58: 151-199.
Shi, X., Zhang, C., Wang, H. and Zhang, F. (2005) Effect of Si on the distribution of Cd in rice seedlings. Plant and Soil 272: 53-60.
White, P. J. (2001) The pathways of calcium movement to the xylem. Journal of Experimental Botany 52: 891-899.
You-Qiang, F., Hong, S., Dao-Ming, W. and Kun-Zheng, C. (2012) Silicon-mediated amelioration of Fe2+ toxicity in rice (Oryza sativa L.) roots. Pedosphere 22: 795-802.
Zare, H. R., Ghanbarzadeh, Z., Behdad, A. and Mohsenzadeh, S. (2015) Effect of silicon and nanosilicon on reduction of damage caused by salt stress in maize (Zea mays) seedlings. Iranian Journal of Plant Biology 7: 59-74.
Zeier, J. and Schreiber, L. (1999) Fourier transform infrared-spectroscopic characterisation of isolated endodermal cell walls from plant roots: chemical nature in relation to anatomical development. Planta 209: 537-542.
| ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 998 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 534 |
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||