پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شمارهها | 1,684 |
| تعداد مقالات | 13,783 |
| تعداد مشاهده مقاله | 32,316,133 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 12,776,313 |
بررسی تاثیرات تنش شوری و نیتریک اکساید بر تغییرات فلورسانس کلروفیل a در گیاه جو دوسر (Avena sativa) با روش JIP- تست | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| علوم زیستی گیاهی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 7، دوره 9، شماره 1، خرداد 1396، صفحه 87-98 اصل مقاله (734.79 K) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/ijpb.2017.21590 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مجتبی جعفری نیا* ؛ مژگان خلیلپور | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| گروه زیستشناسی، دانشکدة علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد مرودشت، مرودشت، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| تنش شوری میتواند بر رشد و نمو بسیاری از گیاهان تاثیرگذار باشد. جو دوسر (Avena sativa L.) از جمله گیاهانی است که علاوه بر استفادة علوفهای، خواص دارویی نیز دارد. در پژوهش حاضر، آثار تنش شوری و نیتریک اکساید در گیاه جو دوسر، بهترتیب با غلظتهای صفر (شاهد)، 50، 100 و 150 میلیمولار سدیم کلرید و سه غلظت صفر، 25 و 50 میکرومولار نیتریک اکساید بهشکل سدیم نیتروپروساید بررسی شد. روند تغییرات فلورسانس کلروفیل a در این گیاه نیز با روش JIP-تست اندازهگیری شد. نتایج پژوهش حاضر نشان داد که با اعمال تنش شوری در غلظتهای اندک (50 و 100 میلیمولار) تغییرات معنیداری در میزان فلورسانس کلروفیل aایجاد نشد؛ در حالیکه در بیشترین غلظت شوری (150 میلیمولار)، افزایش میزان فلورسانس کلروفیل a و تغییر در مراحل مختلف زنجیرة انتقال الکترون فتوسنتزی مشاهده شد. همچنین نتایج این بررسی نشان داد که استفاده از نیتریک اکساید بهویژه در غلظت 50 میکرومولار میتواند آسیبهای تنش شوری را به زنجیرة انتقال الکترون فتوسنتزی در گیاه جو دوسر کاهش دهد. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژهها | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| جو دوسر؛ شوری؛ فلورسانس کلروفیل a؛ نیتریک اکساید | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
تنش شوری یکی از مهمترین تنشهای غیرزیستی است که میتواند بر رشد و نمو گیاهان اثر بگذارد. آثار منفی تنش شوری بر گیاهان ممکن است بهدلیل کاهش پتانسیل اسمزی محلول خاک (تنش اسمزی)، اثرهای ویژة یونی و نبودن تعادل بین عناصر غذایی یا مجموعهای از این عوامل ایجاد شود(Khan et al., (2009. نبودن تعادل بین یونهای سلولی در نتیجة شوری، بههمخوردن توازن متابولیک و در پی آن تولید گونههای فعال اکسیژن و نیز تنش اکسیداتیو را در گیاهان سبب میشود (Sabbagh et al., 2014). این مواد آسیب به لیپیدهای غشا با پراکسیداسیون آنها، تجزیة پروتئینها، غیرفعالشدن آنزیمها، جهش در DNA و اختلال در رنگدانههای فتوسنتزی را سبب میشوند و درنهایت ممکن است به مرگ گیاه منجر شوند (Del Rio et al., 2003). یکی از جایگاههای مهم تاثیر تنش شوری در گیاه، دستگاه فتوسنتزی است. تنش شوری به کاهش کارایی فتوسیستمII و انتقال الکترون فتوسنتزی در گیاه منجر میشود و در نهایت، تولید ATP و NADPH را کاهش میدهد (Lopez-(Climent et al., 2008. افت ظرفیت فتوسنتزی ممکن است به علت کاهش در محتوای کلروفیل نیز باشد که مهمترین علت آن بهویژه در تنش شدید، کاهش فعالیت آنزیمهای موثر در سنتز کلروفیل(ALA (dehydrogenase است (Vieira Santos, 2004). تنش شوری کاهش میزان فعالیت کمپلکس تجزیهکنندة آب را در زنجیرة انتقال الکترون فتوسنتزی سبب میشود؛ درنتیجه به کاهش میزان انتقال الکترون به فئوفایتین (Pheo)، پلاستوکینون A (QA) و B (QB) و سایر پذیرندههای الکترون در زنجیرة انتقال و در نهایت، کاهش فعالیت فتوسنتزی منجر میشود (Fricke and Peters, 2002). همچنین تنش میتواند تغییر ویژگیها و میزان فلورسانس کلروفیل a را موجب شود (Strauss et al., 2006). تحلیل تغییرات کینتیک فلورسانس کلروفیل a اطلاعات مهمی را دربارة ساختار و عملکرد دستگاه فتوسنتزی گیاه فراهم میکند (Strasser et al., 2000). با روش JIP-test میتوان اطلاعات ابتدایی حاصل از اندازهگیری فلورسانس کلروفیل a را با معادلات ریاضی به اصطلاحات فیزیولوژیک ترجمه کرد که جریان انرژی و الکترون در زنجیرة انتقال الکترون و عملکرد اجزاء آن را متمایز میکند. روش JIP-test در حال حاضر کاربرد بسیاری در بررسی رفتار دستگاه فتوسنتزی بهویژه زنجیرة انتقال الکترون فتوسنتزی در شرایط مختلف محیطی دارد. سدیم نیتروپروساید ترکیب غیرآلی و محلول در آب و اتانول است و نوعی رهاکنندة نیتریک اکسید شناخته میشود (Li et al., 2008 ; Zheng etal., 2009). نیتریک اکساید نقش دوگانه دارد. این ماده میتواند برای سلولهای گیاهی سمی باشد یا وظایف مهم حفاظتی، تنظیمی و سیگنالی را در آنها انجام دهد (Wieczorek et al., 2006) که به غلظت آن، نوع گیاه، بافت گیاهی، سن گیاه و نوع تنش وارده به گیاه بستگی دارد (Del Rio et al., 2004). نیتریک اکسید در تحریک جوانهزنی دانه، تقسیم سلولی، بستهشدن روزنهها و افزایش میزان کلروفیل دخالت دارد و با واکنش در برابر گونههای فعال اکسیژن، آسیب ناشی از آنها را کاهش میدهد (Zheng et al., 2009). همچنین شتابدادن به سنتز پروتئین، افزایش سرعت فتوسنتز، افزایش آنزیمهای سوپر اکسید دیسموتاز و کاتالاز، حفظ محتوای نسبی آب و کاهش اتلاف آب از برگها را موجب میشود (Tian and Lei, 2007). جو دوسر یا یولاف (Avena sativa L.) گیاهی علفی و یکساله از خانوادة Poaceae (گندمیان) است. بیشترین مصرف این گیاه برای تامین علوفة نشخوارکنندگان است. همچنین دانههای آن خواص دارویی فراوانی دارد از جمله کاهشدهندة کلسترول، ضد التهاب، آرامبخش و ضد سرطان است(Kumar et al., 2014). هدف از انجام پژوهش حاضر، بررسی اثر تنش شوری و نیتریک اکساید بر زنجیرة انتقال الکترون فتوسنتزی گیاه جو دوسر با تحلیل تغییرات فلورسانس کلروفیل a است.
مواد و روشها. منابع تهیة بذر، نحوة آزمایش و طرح آزمایش: برای انجام این پژوهش، بذرهای گیاه A. sativa از شرکت پاکان بذر اصفهان تهیه و از روش کشت گیاهان در خاک استفاده شد. 15 ظرف کشت پلاستیکی به ابعاد 33× 61 سانتیمتر متشکل از 70 خانه با ابعاد 4×4×4 سانتیمتر تهیه و در هر خانه، یک بذر کاشته شد. حدود یک ماه پس از آبیاری و در مرحلة سهبرگی گیاهچهها، تیمارهای شوری و سدیم نیتروپروساید اعمال شدند. برای انجام این آزمایش از طرح فاکتوریل و در قالب طرح تصادفی استفاده شد. بدینمنظور، گیاهان با چهار غلظت شوری متفاوت (0، 50، 100 و 150 میلیمولار سدیم کلرید) و سه غلظت سدیم نیتروپروساید (صفر، 25 و 50 میکرومولار) تیمار شدند؛ سپس بهمدت یک ماه در شرایط تنش شوری باقی ماندند. برای اعمال تنش شوری، غلظتهای شوری مد نظر، در مدت یک هفته بهصورت تدریجی اضافه شد. سدیم نیتروپروساید در مدت اعمال تنش شوری، هر سه روز یکبار بهصورت محلولپاشی روی برگها اعمال شد. پس از یک ماه و هنگامیکه گیاهان آثار تنش شوری را نشان دادند، میزان فلورسنس کلروفیل a در برگ گیاهان اندازهگیری شد. نحوة اندازهگیری فلورسانس کلروفیل a:برای اندازهگیری فلورسانس کلروفیل a گیرههای ویژهای به جوانترین برگهای توسعهیافته در هر گیاه متصل شدند. پس از 30 دقیقه تاریکی، نمونهها بهمدت یک ثانیه با دستگاه PEA (مدل Handy، شرکت Hansatech، انگلستان) و با شدت 3000 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه نوردهی شدند. اطلاعات اولیة فلورسنس کلروفیل a در نمونههای شاهد و تحت تنش با دستگاه ثبت شد. در مرحلة بعد با انتقال دادهها به کامپیوتر، با روش JIP-test، اطلاعات اولیة فلورسانس کلروفیل a با نرمافزارهای Biolyzer HP4 و PEAPlus به شاخصهای متفاوت بیوفیزیکی تبدیل شد. شاخصهای استفادهشده در پژوهش حاضر و توصیف آنها در جدول 1 ارائه شده است. همچنین برای رسم نمودارهای نرمالشدة بین مراحل مختلف موجود روی نمودار القایی فلورسنس کلروفیل a از رابطة 1 استفاده شد. Wox = (Ft-Fo)/(Fx-Fo) ΔWox = Wox (treatment) -Wox (control) رابطة 1: دراین رابطه، Wox برابر با مقادیر نرمالشدة فلورسانس بین مرحلة O تا (J, I or P)X ، FO برابر با حداقل مقدار فلورسانس، Ft برابر با مقدار فلورسانس در زمانهای متفاوت بین دو مرحلة مد نظر و Fx برابر با مقدار فلورسانس در مرحلة J ، I یا P است. نمودارها نیز با نرمافزار Excel 2003 رسم شد. جدول 1- شاخصهای اولیة حاصل از اندازهگیری فلورسانس کلروفیل a و آزمون JIP تست
نتایج. تاثیر غلظتهای مختلف شوری در تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دو سر: شکل 1، نتایج مربوط به تاثیر غلظتهای متفاوت شوری را در تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در حدواسط مراحل مختلف نمودار کینتیک فلورسانس نشان میدهد. براساس این نتایج، در حدواسط مراحل OL، تیمار 150 میلیمولار شوری افزایش معنیدار فلورسانس نسبی کلروفیل a را نسبت به شاهد سبب شده است. حدود 15/0 میلیثانیه پس از نوردهی، نقطة اوجی در نمودار پدیدار شده است که به L-band معروف است و وجود آن نشاندهندة بهوجودآمدن اختلالاتی در پیوستگی کلروفیلهای آنتن با مراکز واکنش و با همدیگر و نشاندهندة انتقال ناکارآمد انرژی بین کلروفیلهای آنتن و بهداماندازی انرژی در آنتنهای جمعکنندة نور در فتوسیستم II است. در نمودار مربوط به مرحلة OK نیز نقطة اوجی در حدود 3/0 میلیثانیه پس از نوردهی مشاهده میشود که به K-band معروف است و زمانی شکل میگیرد که در کمپلکس تجزیهکنندة آب مشکلی ایجاد شده باشد. براساس نتایج شکل 1، تیمارهای شوری 50 و 100 میلیمولار تاثیری برفعالیت کمپلکس تجزیهکنندة آب نداشته است؛ اما با افزایش شوری به غلظت
شکل 1- بررسی تاثیر غلظتهای متفاوت شوری بر میزان تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دوسر در حدواسط مراحل مختلف نمودار کینتیک فلورسانس کلروفیل a: (A) مرحلة OL ، (B) مرحلة OK ، (C) مرحلة OJ، (D) مرحلة OI، (E) مرحلة OP
تاثیر غلظتهای مختلف سدیم نیتروپروساید بر تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دوسر: شکل 2، تاثیر غلظتهای متفاوت سدیم نیتروپروساید را بر تغییرات فلورسانس کلروفیل a در گیاه جو دوسر و در تنش شوری نشان میدهد. در مرحلة OL، تیمار بدون سدیم نیتروپروساید بیشترین میزان فلورسانس نسبی را در کلروفیل a ایجاد کرده است؛ بهطوریکه شکلگیری L-band در این تیمار مشهود است؛ اما در تیمارهای حاوی 25میکرومولار سدیم نیتروپروساید، فلورسانس نسبی، کاهش یافته و در تیمار 50 میکرومولار سدیم نیتروپروساید با کاهش بیشتر فلورسانس، باند L شکل نگرفته است که خود نشاندهندة تاثیر مثبت سدیم نیتروپروساید بهویژه در مقدار 50 میکرومولار، در افزایش کارایی انتقال انرژی بین کلروفیلهای آنتن و مراکز واکنش در کمپلکسهای جمعکنندة نور در فتوسیستم II است. در نمودار مربوط به مرحلة OK در شکل 2 نیز نتایج، بیانکنندة آن است که تیمار بدون سدیم نیتروپروساید، میزان بیشتری از فلورسانس نسبی را نشان داده است که نشاندهندة آسیب به کمپلکس تجزیهکنندة آب در تنش شوری و هنگام استفادهنکردن از سدیم نیتروپروساید است. تیمارکردن گیاه جو دوسر با سدیم نیتروپروساید در مقادیر 25 و 50 میکرومولار کاهش فلورسانس را سبب شده است که بهدلیل بهبود عملکرد کمپلکس تجزیهکنندة آب، هنگام استفاده از سدیم نیتروپروساید بهویژه در غلظت 50 میکرومولار بوده است. نتایج مرحلة OJ در شکل 2 نیز ضمن تایید آثار بهبودبخش سدیم نیتروپروساید در فعالیت فتوسیستم II، نشان میدهد که هنگام استفادهنکردن از سدیم نیتروپروساید، تنش شوری کاهش انتقال الکترون را از مراکز واکنش به نخستین گیرندة الکترون (QA) سبب شده است؛ اما استفاده از سدیم نیتروپروساید در غلظت 50 میکرومولار، کارایی انتقال الکترون را بین مراکز واکنش و QA افزایش داده است و به فرونشاندن فلورسانس کلرفیل a منجر شده است. همچنین نتایج مراحل OI و OP نیز در شکل 2 تایید میکند که استفاده از سدیم نیتروپروساید در غلظت50 میکرومولار، تاثیر بهتری نسبت به تیمار
شکل 2- بررسی تاثیر غلظتهای متفاوت سدیم نیتروپروساید بر میزان تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دوسر در تنش شوری در حدواسط مراحل مختلف نمودار کینتیک فلورسانس کلروفیل a: (A) مرحلةOL ، (B) مرحلة OK، (C) مرحلة OJ، (D) مرحلة OI، (E) مرحلة OP
تاثیر غلظتهای مختلف شوری و سدیم نیتروپروساید در تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دوسر: نتایج آثار غلظتهای متفاوت شوری و سدیم نیتروپروساید بر تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دوسر نشان داد که در مرحلة OL، بیشترین میزان فلورسانس کلروفیل a، در تیمار 150 میلیمولار شوری و بدون استفاده از سدیم نیتروپروساید دیده شده است (شکل 3). با سدیم نیتروپروساید از میزان فلورسانس کلروفیل a کاهش یافته است؛ بهطوریکه در غلظت 50 میکرومولار سدیم نیتروپروساید، فلورسانس کلروفیل a به کمترین میزان خود در تیمار 150 میلیمولار شوری رسیده است. سایر تیمارهای شوری به شکلگیری باند L منجر نشدهاند. بنابراین شوری در غلظتهای 50 و 100 میلیمولار تاثیری در جذب نور و انتقال انرژی بین کلروفیلهای آنتن و مراکز واکنش نداشته است. در تیمار 150 میلیمولار شوری با غلظت50 میکرومولار سدیم نیتروپروساید نیز اثر منفی شوری بر این قسمت از فتوسیستم II کاهش یافته است و آثار بهبودبخش سدیمنیتروپروساید مشاهده شده است. در نمودار مربوط به OK نیز باند K در تیمار 150 میلیمولار شوری مشاهده و بیشترین مقدار آسیب به کمپلکس تجزیهکنندة آب، در تیمار 150 میلیمولار شوری و بدون سدیم نیتروپروساید دیده شد. استفاده از
شکل 3- بررسی تاثیر غلظتهای متفاوت شوری و سدیم نیتروپروساید در میزان تغییرات فلورسانس نسبی کلروفیل a در گیاه جو دوسر در حدواسط مراحل مختلف نمودار کینتیک فلورسانس کلروفیل a: (A) مرحلة OL ، (B) مرحلة OK، (C) مرحلة OJ، (D) مرحلة OI، (E) مرحلة OP
بحث نتایج نشان داد که تنش شوری در بیشترین غلظت (150 میلیمولار) تغییرات متمایزی در مراحل مختلف نمودار کینتیک فلورسانس کلروفیل a ایجاد کرده است و استفاده از سدیم نیتروپروساید هم توانسته است در مراحل مختلف این نمودار، تعدیل آثار شوری را موجب شود. همچنین کاهش فلورسانس نسبی کلروفیل a در بیشتر مراحل زنجیره، بر اثر استفاده از سدیم نیتروپروساید مشاهده شد. همانطور که نتایج نمودارهای شکل 1 نشان داد، تنش شوری ایجاد باند L را در غلظتهای زیاد شوری سبب شد که وجود آن نشاندهندة بهوجودآمدن اختلالاتی در پیوستگی کلروفیلهای آنتن با مراکز واکنش و با همدیگر است و بیانکنندة انتقال ناکارآمد انرژی بین کلروفیلهای آنتن و به داماندازی انرژی در آنتنهای جمعکنندة نور در فتوسیستم II است. تحقیقات نشان دادهاند که مراکز واکنش فتوسنتزی به سه شکل α، β و γ وجود دارند (Mehta et al., 2010). مراکز واکنش α از جنبة ویژگیهای فتوشیمیایی فعال هستند و مراکز β گر چه فعال هستند، ضریب ارتباط کمتری با سایر مراکز واکنش و کلروفیلهای آنتن دارند. مراکز نوع γ غیرفعال هستند و کلروفیلهای موجود در این مراکز نمیتوانند انرژی را بهخوبی دریافت و به سایر مراکز واکنش انتقال دهند؛ بههمیندلیل مقدار انرژی به دامافتاده کاهش مییابد و افزایش فلورسانس در مرحلة OL مشاهده و باند L پدیدار میشود(Mehta et al., (2010. تحقیقات مختلف نشان دادهاند که بر اثر تنش شوری از میزان مراکز α کاسته میشود و میزان مراکز β و γ افزایش مییابد. Mehta و همکاران (2010) نشان دادند که در گیاه گندم با اعمال تنش شوری 1 مولار، میزان مراکز α از 70% در نمونههای شاهد به 38% کاهش یافته است. در پژوهش Mathur و همکاران (2013) نشان دادند که تنش گرما نیز کاهش مراکز α و افزایش مراکز β و γ را در گیاه گندم سبب شد. اختلال در کمپلکس تجزیهکنندة آب بروز باند K را حدود 3/0 میلیثانیه پس از نوردهی باعث میشود. در بررسی حاضر، این باند در تیمار شوری 150 میلیمولار ایجاد شده است (شکل 1) که علت آن ممکن است جداشدن منگنز از کمپلکس تجزیهکنندة آب و غیرفعالشدن کمپلکس و در نتیجه ممانعت از انتقال الکترون از این کمپلکس به پذیرندة بعدی الکترون (YZ)، بر اثر تنش باشد. همچنین آسیبهای اکسیداتیو حاصل از تنش، به پروتئینهای سازندة این کمپلکس ممکن است کاهش فعالیت کمپلکس تجزیهکنندة آب را در شرایط تنش سبب شود (Ait et al., 2006). نتایج پژوهش Kalaji و همکاران (2010) کاهش فعالیت کمپلکس تجزیهکنندة آب را در تنش شوری، در گیاه جو تایید میکند. این کاهش میتواند اختلال در انتقال الکترون از مراکز واکنش به نخستین گیرنده یعنی QA را در پی داشته باشد. Misra و همکاران در سال 2001 با پژوهش بر گیاه کلزا پی بردند که میزان انتقال الکترون از P680به QA بر اثر تنش شوری کاهش مییابد. بهدنبال کاهش انتقال الکترون به QA، اختلالاتی در انتقال الکترون از QAبه QB و سپس به ناقلین بعدی زنجیره تا سیتوکروم b6f و پلاستوکینونها و در نهایت، پذیرندههای نهایی الکترون در سمت فتوسیستم I (+NADP و Fd) مشاهده میشود. Jafarinia و Shariati (2012) با بررسی اثر تنش شوری بر گیاه کلزا، به کاهش انتقال الکترون از QAبه QB
جمعبندی. نتایج پژوهش حاضر نشان داد که غلظتهای بیشتر از 100 میلیمولار شوری، درمجموع، افزایش میزان فلورسانس کلروفیل a را در گیاه جو دو سر سبب میشود. این تغییرات بهعلت تاثیر شوری بر کلروفیلهای آنتن در مراکز واکنش و کاهش میزان پیوستگی و به داماندازی انرژی در این مراکز اتفاق میافتد و به دنبال آسیبهای وارد شده به کمپلکس تجزیهکنندة آب و ناقلین الکترون، جریان انتقال الکترون در زنجیره کاهش مییابد. همچنین نتایج نشان داد که اگرچه استفاده از مادة سدیم نیتروپروساید آثار تنش شوری را بهطور کامل از بین نمیبرد، بهطور چشمگیری از آثار منفی تنش شوری در قسمتهای مختلف زنجیرة انتقال الکترون فتوسنتزی بهویژه در غلظت 50 میکرومولار سدیم نیتروپروساید میکاهد.
سپاسگزاری نگارندگان از معاونت پژوهشی دانشگاه آزاد اسلامی واحد مرودشت برای تامین مالی پروژه سپاسگزاری میکنند.
| ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
Chen, K., Chen, L. and Fan, J. (2013) Alleviation of heat damage to photosystem II by nitric oxide in tall fescue. Photosynthetic Research 116: 21-31. Del Rio, L. A., Corpas, F. J., Sandalio, L. M., Palma, J. M. and Barroso, J. B. (2003) Plant peroxisomes, reactive oxygen metabolism and nitric oxide. International Union of Biochemistry and Molecular Biology 55: 71-81. Del Rio, L. A., Corpas, F. J. and Barroso, J. B. (2004) Nitric oxide and nitric oxide synthase activity in plants. Phytochemistry 67: 783-792. Ding, F., Wang, X. F., Shi, Q. H., Wang, M. L., Yang, F. J. and Gao, Q. H. )2008) Exogenous nitric oxide alleviated the inhibition of photosynthesis and antioxidant enzyme activities in iron-deficient chinese cabbage (Brassica chinensis L.). Agricultural Sciences in China 7(2): 168-179. Fan, J., Chen, K., Amombo, E., Hu, Z., Chen, L. and Fu, J. (2015) Physiological and molecular mechanism of nitric oxide (NO) involved in bermuda grass response to cold stress. Journal PLoS One 10(7): 1-14. Fricke, W. and Peters, W. S. (2002) The biophysics of leaf growth in salt-stressed barley. A study at the cell level. Plant Physiolgy 129(1): 374-388. Jafarinia, M. and Shariati, M. (2012) Effect of salt stress on photosystem II of canola plant (Brassica Napus, L.) probing by chlorophyll a fluorescence measurements. Iranian Journal of Science and Technology 1: 71-76. Kalaji, H. M., Govindjee, Bosa, K., Koscielniak, J. and Zuk-Golaszewska, K. (2010) Effects of salt stress on photosystem II efficiency and CO2 Assimilation of two Syrian barley landraces. Environmental and Experimental Botany 73: 64-72. Khan, M. A., Shirazi, M. U., Khan, M. A., Mujtaba, S. M., Islam, E. S., Mumtaz, S., Shereen, A., Ansari, R. U. and Ashraf, M. Y. (2009) Role of proline, K+/Na+ ratio and chlorophyll content in salt tolerance of wheat. Pakistan Journal of Botany 41(2): 633- 638. Kim, J. H. and Lee, C. H. (2005) In vivo deleterious effects specific to reactive oxygen species on photosystem II after photooxidative treatment of rice leaves. Plant Sciences 168: 1115-1125. Kumar, A., Agarwai, S. and Singh, A. (2014) Salinity effects the germination and seedling growth in some cultivars of oat (Avena sativa L.). Indian Journal of Advances in Plant Research 1(2): 1-10. Li, Q. Y., Niu, H. B., Yin, J., Wang, M. B., Shao, H. B., Deng, D. Z., Chen, X. X., Ren, J. P. and Li, Y.C. (2008) Protective role of exogenous nitric oxide against oxidative-stress induced by salt stress in barley (Hordeum vulgare). Colloids and Surfaces B: Biointerfaces 56: 220-225. Lopez-Climent, M. F., Rosa, M. V. A. and Gomez-Cadenas, P. C. A. (2008) Relationship between salt tolerance and photosynthetic machinery perforation in citrus. Environmental and Experimental Botany 62: 176-184. Mehta, P., Jajoo, A., Mathur, S. and Bharti, S. (2010) Chlorophyll a fluorescence study revealing effects of high salt stress on Photosystem II in wheat leaves. Plant Physiology and Biochemistry 48(1): 16-20. Misra, A. N., Srivastava, A. and Strasser, R. J. (2001) Utilization of fast chlorophyll a fluorescence technique in assessing the salt/ion sensitivity of mung bean and Brassica seedlings. Journal of Plant Physiology 158: 1173-1181. Neill, J., Radhika, D. and Hancock, J. (2003) Nitric oxide signaling in plant. New Phytologists 159: 11-35. Sabbagh, E., Lkzayi, M., Keshtehgar, A. and Rigi, K. (2014) The effect of salt stress on respiration, PSII function, chlorophyll, carbohydrate and nitrogen content in crop plants. International Journal of Farming and Allied Sciences 3: 988-993. Song, L., Yue, L., Zhao, H. and Hao, M. (2013) Protection effect of nitric oxide on photosynthesis in rice under heat stress. Acta Physiological Plant 35: 3323-3333. Strauss, A. J., Krüger, G., Strasser, R. J. and VanHeerden, P. D. (2006) Ranking of dark chilling tolerance in soybean genotypes probed by the chlorophyll a fluorescence transient O-J-I-P. Environmental and Experimental Botany 56: 147-157. Strasser, R. J., Srivastava, A. and Tsimilli-Michael, M. (2000) The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples. In: Probing photosynthesis; mechanisms, regulation and adaption (Eds. Mohanty, M., Yunus, S. and Pathre, G.) 25: 445-483. Taylor and Francis, London. Tian, X. R. and Lei, Y. B. (2007) Physiological Responses of wheat Seedling to Drought and UV-B Radiation. Effect of exogenous Sodium Nitro preside Application. Russian Journal of Plant Physiology 54: 763-769. Vieira Santos, C. (2004) Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Scientia Horticulturae 103(1): 93-99. Wieczorek, J. F., Milczarek, G., Arasimovicz, M. and Ciszewski, A. (2006) Do nitric oxide donors mimic endogenous NO-related response in plantsv Planta 224: 1363-1372. Yang, L. T., Qi, y. p., Chen, L. S., Sang, W. and Lin, X. J. (2012) Nitric oxide protects sour pummel (Citrus grandees) seedlings against aluminum-induced inhibition of growth and photosynthesis. Environmental and Experimental Botany 82: 1-13. Zheng, C., Jiang, D., Liu, F., Dai, T., Jing, Q. and Cao, W. ( 2009) Effects of salt and water stresses and their combination on leaf photosynthesis, chloroplast ATP synthesis, and antioxidant capacity in wheat. Plant Science 176(4): 575-58. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,160 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 794 |
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||