پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شمارهها | 1,792 |
| تعداد مقالات | 14,623 |
| تعداد مشاهده مقاله | 38,891,597 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 15,144,717 |
تأثیر پرایمینگ بر سیستم آنتیاکسیدانی و شاخصهای فرسودگی بذر تریتیکاله (x Triticosecale) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| علوم زیستی گیاهی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 3، دوره 16، شماره 3 - شماره پیاپی 61، مهر 1403، صفحه 21-48 اصل مقاله (1.07 M) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/ijpb.2025.145379.1410 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| ژیلا نظری؛ محمد صدقی* ؛ رئوف سیدشریفی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده علوم و فناوری کشاورزی دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| برای بررسی تأثیر پرایمینگ توسط ترکیبات مختلف بر آنزیمهای آنتیاکسیدانی، فرآوردههای میلارد و آمادوری و مالون دیالدئید بذور تریتیکاله تحتتأثیر پیری تسریع شده آزمایشی بهصورت فاکتوریل در قالب طرح کامل تصادفی در سه تکرار در سال 1402 در آزمایشگاه علوم و تکنولوژی بذر دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه محقق اردبیلی اجرا شد. تیمارها شامل سه سطح فرسودگی (75%، 85% و 95%) و شش سطح پرایمینگ شامل شاهد، هیدرو پرایمینگ، پرایمینگ با سیتوکینین، پرایمینگ با اسپرمیدین، پرایمینگ با سالیسیلیک اسید و پرایمینگ با اکسین (هورمونهای مورد استفاده با غلظت 1 میلیمولار بر اساس نتایج آزمون مقدماتی در نظر گرفته شدند. در آزمون مقدماتی غلظتهای 25/0، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلیمولار از هر هورمون استفاده شد که مناسبترین غلظت 1 میلیمولار بود) هستند. نتایج نشان دادند پرایمینگ با اکسین بیشترین افزایش را در فعالیت آنزیمهای کاتالاز (39/40 %)، سوپر اکسید دیسموتاز (7/46 %)، پلی فنلاکسیداز (01/73 %) و کایاگول پراکسیداز (56/17 %) نسبت به شاهد ایجاد کرد. همچنین میزان مالون دیالدئید (1/21 نانومول در گرم وزن تر)، پراکسید هیدروژن (103 نانومول در گرم وزن تازه) و سوپراکسید (35 U*1000) در پرایمینگ با اکسین کمترین میزان را نشان داد. همچنین میزان فرآوردههای میلارد و آمادوری در اثر فرسودگی افزایش یافتند، ولی در پرایمینگ با اکسین بهترتیب 63/0 و 017/0 کاهش نشان داد. بهطور کلی، نتایج نشان دادند تیمار بذر با اکسین با تحریک آنزیمهای آنتیاکسیدانی و خنثی کردن رادیکالهای آزاد میتواند اثرات مضر فرسودگی را بر برخی صفات گیاهچه تریتیکاله کاهش داده و رشد گیاهچه را بهبود بخشد. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژهها | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| سالیسیلیک اسید؛ اکسین؛ اسپرمیدین؛ پرایمینگ؛ مالون دیالدئید | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
مقدمه تریتیکاله با نام علمی (×Triticosecale) از تیره غلات، از تلاقی گندم نان و چاودار بهوجود آمده است. تریتیکاله از نظر ریختشناسی بسیار مشابه والدش گندم است، اما از بنیه رشد بیشتری برخوردار است. گلآذین تریتیکاله سنبلهای است و اغلب بهطور قابل ملاحظهای بزرگتر از سنبلههای گندم و چاودار است (Fallahi et al., 2019). جوانهزنی یکی از حساسترین و اصلیترین مراحل فنولوژیکی در چرخه زندگی گیاه و یک فرایند کلیدی در سبز شدن گیاهچه است ((Chaichi et al., 2022. جوانهزنی بذر، مرحله پیچیده و پویایی از رشد گیاه است و به روش آثاری که بر روی استقرار گیاهچه دارد میتواند عملکرد را بهبود بخشد (Ma et al., 2018). از سوی دیگر، از عوامل محدود کننده این مرحله میتوان به عوامل درونی بذر و عوامل محیطی اشاره کرد. فرسودگی یکی از عوامل درونی است که تحت تأثیر عوامل محیطی تسریع میشود. فرسودگی فرآیندی غیرقابل برگشت و متفاوت در بین تودههای بذری است (Coolbear, 2020). یکی از مهمترین آثار فرسودگی، آسیب به ساختار اسیدهای نوکلئیک و کاهش فعالیت آنزیمها است که آثار بالینی آن با کاهش درصد، سرعت جوانهزنی و استقرار ضعیف گیاهان زراعی آشکار میشود (Coolbear, 2020). همچنین با افزایش میزان شدت فرسودگی بذور، فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان بذر کاهش نشان دادند (Hajiabbasi et al., 2021; Darabi et al., 2017). بنابراین راهکارهایی که سرعت فرسودگی را کاهش میدهند و یا کارایی بذور فرسوده را هنگام استقرار بهبود میبخشند، مورد استقبال مصرفکنندگان بذر است. بههمین منظور تیمارهای بذری و روشهای بهینهسازی آنها در جهت بهرهبرداری هر چه بهتر از تواناییهای بذر در حال توسعه هستند. علّت اصلی فرسودگی بذر، تجمع قندهای احیایی و وقوع واکنشهای مایلارد و آمادوری است ( Shaaban et al., 2017). در واکنشهای آمادوری و مایلارد، ابتدا گلوگز فعال (به شکل خطی) به گروه آمین پروتئینها و اسیدهای آمینه حمله میکند و موجب تولید محصولات آمادوری میشود. سپس، این محصولات تغییر وضعیت میدهند و محصولات نهایی گلیکوزیله را تولید میکنند (محصولات مایلارد یا محصولات قهوهای) (Veselovsky & Veselova, 2012). بررسیها نشان دادهاند که فرسودگی تسریعشده، منجر به کاهش قابلیت حیات بذرهای گندم شده که همگام با تجمع تولیدهای میلارد بوده است (Shaaban et al., 2017). وقوع واکنش مایلارد منجر به ایجاد خسارت آنزیمها و کاهش فعالیت آنزیمی میشود. نتایج پژوهشهای Strelec et al. (2008) نشان داد در مدت فرسودگی، گلیکوزیلاسیون غیرآنزیمی پروتئینهای بذر گندم، به شکلگیری گلیکوزیلآمین در واکنش آمادوری منجر میشود. آنها بیان کردند که شکلگیری تولیدات آمادوری به شرایط نگهداری بذر بستگی دارد. نتایج حاصل از بررسی پژوهشگران بر محصولاتی از جمله گندم، ماش، نخود، عدس و لوبیا بیانگر این است که محصولات حاصل از واکنشهای آمادوری در طی انبارداری بذر افزایش مییابد، بهطوری که میزان این واکنشها در بذر به رطوبت و دما بستگی داشته و در نهایت موجب کاهش در بنیه بذر میشوند ( Lehner et al., 2008; Moussou et al., 2017). پرایمینگ بذر روشی مقرون بهصرفه و کم خطر جهت بهبود شاخصهای جوانهزنی و ظهور گیاهچه توسط القاء فعالیت متابولیک پیش از جوانهزنی بوده که میتوان در کاهش آثار منفی فرسودگی بذور، مفید باشد ( Subramanyam et al., 2019; Migahid et al., 2019). پرایمینگ بهعنوان یک تکنیک، برای بهبود تحمل تنش غیر زیستی در گیاهان در نظر گرفته میشود (Anwar et al., 2021) و بهعنوان تیمار بذر قبل از کاشت تعریف میشود که در آن بذرها بهطور کامل در آب یا محلول شیمیایی غوطهور شده و تا زمان استفاده بعدی خشک میشوند (Iqbal et al., 2020). پرایمینگ بذرها تنش متوسطی را روی بذرها ایجاد میکند که سبب ایجاد یک واکنش تنشزا در بذرها شده و به تحمل تنش آینده کمک میکند (Ding et al., 2019). پرایمینگ قبل از جوانهزنی، متابولیسم بذر، تولید RNA، آنتیاکسیدانتها و سنتز پروتئین را فعال میکند که درنتیجه جوانهزنی و نمو مناسب بذر را تضمین میکند (Feghhenabi et al., 2020). تیمارهای پرایمینگ از ظهور رادیکال جلوگیری میکنند، اما جوانهزنی را افزایش میدهند و فرآیندهای مرتبط با جوانهزنی را آغاز میکنند (Saddiq et al., 2019). پژوهشهای متعددی پرایمینگ بذر را بهعنوان یک تکنیک رایج جوانهزنی، بهبود ویژگیهای ریختشناسی و افزایش رشد گیاه در شرایط بدون تنش و تنش توصیف کردند (Rhaman et al., 2021 ) . پیش تیمار بذر با هورمونهای رشد توسط افزایش سرعت جوانهزنی و سبز شدن سبب تثبیت تراکم و افزایش عملکرد گیاهان زراعی در شرایط مختلف میشود ( Kaya et al., 2020). کنترل گونههای فعال اکسیژن (Reactive Oxygen Species) به اختصار ROS، یکی از دلایل اصلی بهبود صفات ذکر شده است. گونههای فعال اکسیژن شامل رادیکالهای آزاد اکسیژن سوپراکسید (O2-) و هیدروکسیل (OH-) و همچنین غیررادیکالها پراکسید هیدروژن (H2O2) و اکسیژن منفرد (O2) هستند که در اثر فرسودگی بذر تولید میشوند و طیف وسیعی از آسیبها را به مولکولهای حیاتی وارد میکنند (Jeevan Kumar et al., 2015). این مولکولها دارای عملکرد دوگانهای در بذور هستند. در غلظتهای بالا، منجر به آسیب ساختار و عملکرد سلولها و در غلظتهای پائین بهعنوان پیام رسان ثانویه در واکنش به جوانهزنی و پاسخ به محیط عمل میکنند ( Sachdev et al., 2021). عموما احیا O2- در حضور آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (SOD) سبب تولید یک مولکول اکسیژن و پراکسید هیدروژن میشود. پراکسید هیدروژن به علّت پایداری بالا دارای فراوانی بیشتری نسبت به سایر ROSها است که در حضور Fe2+ منجر به تولید رادیکال هیدروکسیل میشود. پراکسید هیدروژن اکثر آنزیمها را با اکسید کردن گروه تیولی آنها غیر فعال میکند. از سوی دیگر رادیکال هیدروکسیل توانایی بر همکنش با تمامی ماکرومولکولهای زیستی را طی فرآیندهای انبارداری و جوانهزنی دارد (Rane et al., 2021). بنابراین در صورت افزایش و تجمع، کاهش قوهنامیه و قدرت نامیه بذر و در نهایت مرگ سلول را منجر خواهند شد ( Petla et al., 2016). پیش تیمار اسید سالیسیلیک روی بذر نخود (Cicer arietinum L.) (Kaur et al., 2022) و گندم (Triticum aestivum L.) (Azmat et al., 2020) سبب افزایش فعالیت آنزیمهای APX، SOD، POD و CAT شده است. پیش تیمار سالیسیلیک اسید بر روی برنج فعالیت کاتالاز، اسکوربات پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز را به بیش از دو برابر افزایش داد (Ali et al., 2021). Varier et al. (2010) گزارش کردند تیمارهای پرایمینگ سبب افزایش فعالیت آنزیمهای کاتالاز و پراکسیداز در پنبه شده است. گزارشهای مختلفی حاکی از آن است که استفاده از تیمارهای مختلف بذر، سبب افزایش در شاخصهای جوانهزنی بذرهای فرسوده میشود (Alivand, 2012). پرایمینگ سبب کاهش فرسودگی و بهبود درصد و سرعت جوانهزنی میشود. هدف از این پژوهش، بررسی فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت گیاهچه تریتیکاله در واکنش به فرسودگی و نقش پرایمینگ بذر با هیدرو پرایمینگ، سالیسیلیک اسید، سیتوکنین، اکسین و اسپرمیدین بر روی بذور تریتیکاله است.
مواد و روشها برای تأثیر پرایمینگ توسط ترکیبات مختلف بر آنزیمهای آنتیاکسیدانت، فراوردههای میلارد و آمادوری و مالون دیالدئید بذور تریتیکاله تحت تأثیر پیری تسریع شده، آزمایشی بهصورت فاکتوریل در قالب طرح کامل تصادفی در سه تکرار در سال 1402 در آزمایشگاه علوم و تکنولوژی بذر دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه محقق اردبیلی اجرا شد. تیمارهای آزمایشی شامل تیمارها شامل سه سطح فرسودگی (75%، 85% و 95% که سطح 95% بهعنوان شاهد بود)، و شش سطح پرایمینگ شاهد (بدون پرایمینگ)، هیدرو پرایمینگ، پرایمینگ با سیتوکنین، پرایمینگ با اسپرمیدین، پرایمینگ با سالیسیلیک اسید، پرایمینگ با اکسین، (هورمونهای مورد استفاده با غلظت 1 میلیمولار بر اساس نتایج آزمون مقدماتی در نظر گرفته شدند. در آزمون مقدماتی غلظتهای 25/0، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلیمولار از هر هورمون استفاده شد که مناسبترین غلظت 1 میلیمولار بود) بود. بذرها برای اعمال پرایمینگ بهمدت 24 ساعت، در دمای 25 درجه سانتیگراد در محلولهای آب مقطر و هورمون خیسانده شدند. پس از طی شدن مدت زمان مورد نظر، بذرها از محلولها خارج و چندین بار با آب مقطر شسته و در دمای آزمایشگاه خشک شدند. پس از اعمال پرایمینگ، تعداد 100 بذر درون هر پتری جهت کشت قرار گرفت (ISTA, 2012). شمارش بذرهای جوانهزده (خروج ریشهچه به اندازه حداقل دو میلیمتر) بهصورت روزانه در یک زمان معین انجام شدند و در صورت نیاز به محیط آب مقطر اضافه شد (Soltani et al., 2001)، زمانی که تعداد بذرهای جوانهزده در بستر کشت در طول سه روز متوالی هیچ تغییری نکرد و ثابت ماند، شمارش متوقف شد (ISTA, 2009). جهت ایجاد فرسودگی (فرسودگی تسریع شده) تودههای بذر در داخل آون با دمای 40 درجه سانتیگراد و رطوبت 100 درصد بهمدت 2 و 5 روز قرار گرفتند تا به درجه فرسودگی 85% و 75% برسند (Delouche & Baskin, 1973). این تعداد روزهای مورد نیاز برای رسیدن به فرسودگی 85% و 75% از آزمون مقدماتی که به مدت یک ماه ادامه یافت و در آن پس از یک ماه قدرت جوانهزنی بذر به صفر رسید، بدست آمدند.
تعیین فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت جهت تعیین فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان در تریتیکاله، پس از باز شدن برگهای اولیه از هر تیمار پنج گیاهچه به طور تصادفی انتخاب و پس از قرار دادن در فویل آلومینیومی، به فریزر با دمای 72- درجه منتقل شدند. برای استخراج عصاره آنزیمی، نیم گرم نمونه از هر تیمار وزن شده و در داخل هاون چینی توسط نیتروژن مایع هموژن شده و بعد از آن پنج میلیلیتر از بافر فسفات سرد ( 5/7PH=) حاوی نیم میلیمولار EDTA به هاون افزوده شد. سپس، هموژنها به اپندورفهای دو میلیلیتری منتقل و بهمدت 15 دقیقه با دمای چهار درجه سانتیگراد در 15000 دور بر دقیقه سانتریفوژ شدند. تمامی مراحل در روند تهیه عصاره آنزیمی در دمای یک الی چهار درجه سانتیگراد انجام گرفت. جهت پیشگیری از انجماد و ذوب متوالی نمونهها، سوپرناتانت حاصل به سه قسمت تقسیم شد و تا زمان اندازهگیری آنزیمهای آنتیاکسیدانت در دمای 20- درجه سانتیگراد نگهداری شدند (Sairam et al., 2002). برای اندازهگیری سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز از روش (Aebi, 1984) تغییرات جذب در طول موج 240 نانومتر در مدت یک دقیقه ثبت شد. برای اندازه گیری فعالیت سوپر اکسید دسموتاز از روش بولر و همکاران (Bowler et al., 1991) و برای اندازهگیری سنجش فعالیت آنزیم پلی فنل اکسیداز از روش Kar & Mishra (1976) و جهت اندازه گیری گایاکول پراکسیداز و آسکوربات پراکسیداز از روشNakano & Asada (1981) استفاده شد. بدین صورت که 5/1 میلی مولار پیروگالول 02/0 مولار را با هم مخلوط کرده و سپس 1/0 میلیلیتر از عصاره پروتئینی استخراج شده به آنها افزوده، ورتکس شده و سپس جذب با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 420 نانومتر خوانده شد.
اندازه گیری فراوردههای میلارد و آمادوری برای استخراج و دیالیز پروتئینها برای اندازه گیری واکنشهای آمادوری و میلارد، ابتدا 5/0 گرم بافت بذری (بر مبنای وزن تازه) با شش میلیلیتر بافر استخراج، کاملاً هموژنیزه شد. عصاره حاصل، پس از صاف شدن و سانتریفیوژ، به مدت 16 ساعت داخل لولههای دیالیز با کات آف 8000 تا 10000 کیلو دالتون دیالیز شد. از عصاره حاصل، برای اندازه گیری تولید آمادوری و میلارد استفاده شد (Sun & Leopold, 1995). اندازه گیری محصولات آمادوری از واکنش عصاره دیالیز شده پروتئین بذر تریتیکاله بر اساس روشWettlaufer & Leopold (1991)، با معرف نیترو بلو تترازولیوم انجام شد. بدین منظور، مقدار 100 میکرولیتر عصاره دیالیز شده به یک میلیلیتر از معرف نیتروبلوتترازولیوم 5/0 میلیمولار در سدیم کربنات 100 میلیمولار با PH برابر 3/10، اضافه شد. محلول بلانک، حاوی 1100 میکرولیتر معرف نیتروبلوتترازولیوم بود. تغییرات جذب هر نمونه در طول موج 550 نانومتر به مدت 10 دقیقه و هر 30 ثانیه یک بار با دستگاه اسپکتروفتومتر ثبت و فاصله زمانی صفر تا 8 دقیقه برای محاسبه میزان محصولات آمادوری استفاده شد. میزان محصولات میلارد، توسط اندازهگیری میزان فلوئورسانس پروتئینهای استخراج شده از بذر با دستگاه اسپکتروفلوئوریمتر (مدل F-2500، شرکت Hitachi، ژاپن) اندازه گیری شد (Sun & Leopold, 1995). بدین منظور، برای هر یک از نمونهها بهطور جداگانه در تکرار اول، میزان 3/0 گرم از پروتئین با طیف طول موج 320 تا 410 نانومتر اندازهگیری شدند. پیک بهدست آمده در همه نمونهها، با اندکی تغییر، 440/370 بهدست آمد، سپس میزان تجمع تولیدهای میلارد در سایر تکرارهای هر نمونه، با این دامنه طول موج اندازه گیری شد. اندازهگیری H2O2، بر اساس روش Velikova et al. (2000) صورت گرفت. ابتدا 100 میلیگرم از بافت تازه با 5 میلیلیتر (تری کلرواستیک اسید) TCA با غلظت 1/0 درصد در هاون چینی بر روی یخ سائیده شد. عصاره حاصل بهمدت 15 دقیقه در 10000 (دور بر دقیقه) درون سانتریفیوژ و در دمای 4 درجه سانتیگراد سانتریفیوژ شد. سپس 500 میکرولیتر از محلول رویی با 500 میکرولیتر بافر فسفات پتاسیم 100 میلی مولار مخلوط شد و جذب نمونهها در طول موج 390 نانومتر توسط کووت شیشهای و با دستگاه اسپکتروفتومتر مدل AE-UV1600 خوانده شدند. برای اندازهگیری میزان مهار رادیکالهای آزاد DPPH (دیفنیل پیکریل هیدرازیل): ابتدا یک میلیلیتر از عصاره متانولی با یک میلیلیتر DPPH با غلظت 1/0 میلیمولار مخلوط شد. برای نمونه شاهد یک میلیلیتر متانول خالص بهجای یک میلیلیتر عصاره متانولی قرار داده شد و برای بلانک از متانول خالص استفاده شد. بعد از 30 دقیقه تاریکی، نمونهها در طول موج 517 نانومتر توسط دستگاه اسپکترومتر خوانده شدند. اعداد بهدست آمده از جذب نمونه توسط رابطه 1 به درصد مهار رادیکال آزاد تبدیل شد (Miliauskas et al., 2004). رابطه (1): DPPH = درصد درصد جذب شاهد × (درصد جذب نمونه – درصد جذب شاهد اعداد بهدست آمده برابر با درصد مهار رادیکالهای آزاد در عصاره متانولی (1/0 میلیگرم در لیتر) نمونهها هستند (Bondet et al., 1997). اندازهگیری مالون دیالدئید: بدین منظور مقدار 1 گرم نمونه تر در 3 میلیلیتر محلول 20% تریکلرواستیک اسید حاوی 5/0% تیوباربیتوریک اسید هموژنیزه شد. مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتیگراد در بن ماری قرار داده شد و سپس سریعاً در حمام یخ سرد شد. 5/1 میلیلیتر از محلول حاصل در 15000 (دور بر دقیقه) به مدت 10 دقیقه در دمای محیط سانتریفیوژ شد. مقدار جذب روشناور در طول موج 532 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر خوانده شد. ضمن آنکه مقدار جذب غیراختصاصی خوانده شده در طول موج 600 نانومتر از میزان جذب در 532 نانومتر کسر شد. غلظت MDA توسط ضریب خاموشی 155 (بر میلیمتر بر سانتیمتر) محاسبه شد (Heath & Packer, 1968).
نتایج و بحث آنزیمهای آنتیاکسیدانت با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و آثار متقابل آنها بر میزان فعالیت کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز، گایاکول پراکسیداز و پلی فنلاکسیداز در سطح احتمال 1 درصد معنیدار بودند (جدول 1). طبق نتایج مقایسه میانگین بیشترین فعالیت کاتالاز (2/33 میلیگرم بر پروتئین)، سوپر اکسید دیسموتاز (5/77 میلیگرم بر پروتئین)، گایاکول پراکسیداز (4/118 میلیگرم بر پروتئین) و پلی فنلاکسیداز (9/18 میلیگرم بر پروتئین) درفرسودگی 75% و پرایمینگ با اکسین مشاهده شد و کمترین فعالیت کاتالاز (8/19 میلیگرم بر پروتئین)، سوپر اکسید دیسموتاز (3/41 میلیگرم بر پروتئین)، گایاکول پراکسیداز (6/97 میلیگرم بر پروتئین) و پلی فنلاکسیداز (1/5 میلیگرم بر پروتئین) در 95% فرسودگی و بدون پرایمینگ مشاهده شد (جدول 3). همچنین اثر ساده تیمارهای فرسودگی و پرایمینگ بر میزان فعالیت اسکوربات پراکسیداز در سطح احتمال 1 درصد معنیدار بود (جدول 1) و بیشترین میزان فعالیت اسکوربات پراکسیداز (012/0) در فرسودگی 75% و کمترین میزان فعالیت (0102/0) در فرسودگی 95% بهدست آمد (شکل 1). از سوی دیگر، بیشترین میزان فعالیت اسکوربات پراکسیداز (013/0) در پرایمینگ با اکسین و کمترین (01006/0) در عدم پرایمینگ بهدست آمد (شکل 2). آنزیمهای آنتیاکسیدانتها میتوانند با کاهش میزان رادیکالهای آزاد، از فرسودگی بذر جلوگیری کرده و روند آن را کند کنند (Thirajah & Kapilan,. 2015)، در واقع، تعادل گونههای فعال اکسیژن تحت تنش شکسته شده و برای جلوگیری از آسیب اکسیداتیو سازوکار دفاعی آنتیاکسیدانی فعال میشود (Farooq et al., 2019)، اما کاهش فعالیت آنتیاکسیدانتها پس از ادامه یافتن روند فرسودگی، میتواند نشاندهنده شکست سلزوکار دفاعی سیستمهای آنتیاکسیدانت بذر در برابر این رادیکالها باشد. فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت بذر در روزهای اول فرسودگی افزایش یافته اما با افزایش روند فرسودگی، قابلیت دفاع را از دست میدهند و از مقدار آنها کاسته میشود (Kaewnaree et al, 2011). افزایش بیشتر فرسودگی موجب کاهش بیان ژن آنزیمهای آنتیاکسیدانت شد. این کاهش نیز میتواند به علت تخریب ساختارهای تولید کننده آنزیمهای آنتیاکسیدانت توسط رادیکالهای سمی یا به عبارتی عاملی برای غیر فعال شدن یا تخریب آنزیمها باشد (Shim et al., 2003). بر اساس پژوهشهای Ghaderi & Aliloo (2023) کاهش معنیدار در میزان فعالیت آنزیمهای APX، CAT وGP نشان دهنده حساسیت این آنزیمها به فرسودگی بذر است. عوامل زیادی در فرسودگی بذر مشارکت دارند که موجب کاهش قدرت بذر میشوند که در بین آنها تجمع گونههای فعال اکسیژن از مخربترین عوامل بهشمار میروند. تجمع این مواد سمی سبب پراکسیده شدن چربیها و غیر فعال شدن آنزیمها میشوند (Coolbear, 2020). کاهش در میزان فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت به احتمال قوی مربوط به حمله این مواد سمی به ساختار پروتئینی آنزیمها است که مطابق با یافتههای (2018) Balouchi & Ostadian در مورد کاهش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان در طی فرایند فرسودگی بذور کتان (Linum usitatissimum L.) بود. آنزیمهای آنتیاکسیدانتی از جمله کاتالاز، پراکسیداز و گلوتاتیون ردکتاز در سم زدایی پراکسید هیدروژن با تبدیل آن به آب و اکسیژن و توقف سمیت آن است (Hasanuzzaman et al., 2021). نتایج آزمایش Nouri & Navabpour (2024) نشان دادند هیدروپرایمینگ میزان فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت را نسبت به شاهد افزایش داد. پرایمینگ در بذور فرسوده سبب ترمیم سیستم آنتیاکسیدانت و بهبود ساختارهای درون سلولی و غشا میشود (Moori & Eisvand, 2016). پرایمینگ توسط تاثیر بر سازماندهی سازوکارهای دفاعی آنتیاکسیدانی، افزایش برخی از تنظیم کنندههای رشد، تجمع پرولین و افزایش در شاخصهای جوانهزنی، سبب بهبود فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت میشود که با پژوهشهای Dadnia (2016) مطابقت دارد. استفاده از پرایمینگ بذر موجب بهبود فعالیتهای متابولیک قبل از جوانهزنی، فعالسازی مسیرهای بازسازی DNA، سنتز RNA، سنتز پروتئین و سازوکارهای آنتیاکسیدانت میشود (Saddiq et al., 2019). پرایمینگ در بهبود بیوسنتز آنزیمهای آنتیاکسیدانت بهعنوان عامل حیاتی در حفاظت از ساختار غشا عمل کرده و منجر به افزایش بقای گیاهان در شرایط تنش میشود (Yasir et al., 2023). در واقع، پرایمینگ فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت را جهت از بین بردن گونههای فعال اکسیژن تسریع کرده و توانایی تحمل تنش در گیاهچهها را افزایش میدهد (Sen & Puthur, 2020). افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان نشان میدهد سیستمهای دفاعی گیاه تحت تاثیر تیمار منتخب فعال شده است. افزایش 60 درصد وزن خشک گیاهچه همزمان با افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان نشان میدهد که صدمات وارده به ساختار و عملکرد سلولهای بذری کاهش یافته و در نتیجه توان بذر در تبدیل ذخایر بذری به ساختارهای گیاهچهای افزایش یافته است (Ghaderi & Aliloo, 2023). در پژوهش Nourbakhshian et al. (2015) در بین تیمارهای پرایمینگ، تیمار هیدروپرایمینگ برتری معنیداری را در مقایسه با عدم پرایمینگ برای افزایش آنزیمهای آنتیاکسیدانتی و کاهش میزان H2O2 را داشت. در یک بررسی پرایمینگ بذرهای گندم و جو با سالیسیلیک اسید سبب افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت و افزایش تحمل گیاهچهها به تنش شد (Hanan, 2014). بر اساس بعضی شواهد موجود، سالیسیلیک اسید با اثر بر H2O2 توان آنتیاکسیدانی را افزایش و از گیاه در برابر تنشهای اکسیداتیو حفاظت میکند (Posmyk et al., (2005. افزایش آنزیم کاتالاز و پراکسیداز با آب مقطر و سالیسیلیک اسید تحت تنش گزارش شده است (Saadat et al., 2022). تیمارهای آلی همانند سالیسیلیک اسید میتوانند با افزایش و تنظیم فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان و هیدرولیز کننده نشاسته در طی جوانهزنی موجب بهبود عملکرد بالفعل بذر در شرایط متغیر محیطی شود (Coolbear, 2020). زیرا افزایش فعالیت رادیکالهای آزاد اکسیژن در اثر فرسودگی سبب بر هم خوردن تعادل درون سلولی میشود (Jeevan Kumar et al., 2015). سالیسیلیک اسید یکی از پیچیدهترین هورمونهای گیاهی از لحاظ نحوه عمل آن بر فیزیولوژی گیاه است به علت اینکه از طریق مسیرهای متعدد متابولیکی فعالیت گیاه را تحت تاثیر قرار میدهد. افزایش سطح بیان آنزیمهای آنتیاکسیدان در تیمارهای بذری توسط این هورمون گزارش شده است (Tayyab et al., 2020). به اعتقاد پژوهشگران مختلف اثر حفاظتی پلیآمینها متفاوت است و ممکن است چندگانه باشد. بهعنوان مثال، این ترکیبات علاوه بر اینکه سبب حذف رادیکالهای آزاد ثبات غشاء میشوند، میتوانند بر فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی (کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز) و نیز پرولین موثر باشند (Liu et al., 2006). همچنین افزایش فعالیت کاتالاز با کاربرد اسپرمیدین و ملاتونین نتایج مشابهی در گیاه کدو و درخت هلو گزارش شده است (Gao et al., 2016; Ganbari et al., 2018). بر اساس نتایج پژوهشگران با کاربرد ترکیبات پلی آمینی، تحمل به تنش، از طریق بالا رفتن توانایی آنتیاکسیدانی گیاه افزایش مییابد (Mahros et al., 2011). گیاهان در برابر آسیب اکسیداتیو سازوکارهای آنتیاکسیدانی آنزیمی و غیر آنزیمی مختلفی را بهکار میگیرند. از میان ROSها رادیکالهای سوپراکسید برای ساختارهای سلولی مخربترین گونه هستند. سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) یک آنزیم کلیدی در دفاع سلولی، تبدیل رادیکالهای سوپراکسید به H2O2 و O2 را بهعهده دارد (Raza et al., 2007). افزایش تولید H2O2 متعاقباً توسط فعالیت سمیتزدایی پراکسیدازها و یا کاتالاز خنثی میشود (Foyer et al., 2003). آنزیم CAT نسبت به APX تمایل کمتری به حذف H2O2 دارد در حضور غلظتهای بالای H2O2 فعالیت میکند، اما APX به علّت تمایل بیشتر در غلظتهای پائین H2O2 در تعیین مقدار فعالیت هر یک از آنزیمهای آنتیاکسیدانت و نوع آنزیم غالب موثر باشد (Mittova et al., 2002). در پژوهشGhasemi & Ehsanpour (2018) بهطور متوسط در تنش هورمون اکسین موجب افزایش فعالیت بیشتر آنزیمهای CAT و APX شد. بنابراین بخشی از تحمل به تنش گیاه تنباکو میتواند نتیجه عمل این آنزیمها در حضور اکسین باشد. نتایج پژوهشها نشان دادند افزایش میزان گایاکول پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز در گیاهان سویا بهعلّت اکسین است. افزایش این شاخصها میتواند بهعلّت افزایش بیان ژنهای این آنزیمها باشد ( Balestrasse et al., 2001). در پژوهش Sepehri & Rouhi (2016)، آثار منفی فرسودگی بذر و شرایط خشکی توسط پیش تیمار هورمون سیتوکنین سبب افزایش فعالیت آنزیمهای کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و بهویژه آسکوربات پراکسیداز شد که منجر به بهبود ویژگیهای جوانهزنی، سرعت جوانهزنی و بنیه بذر شد.
جدول 1- تجزیه واریانس تأثیر انفرادی و برهمکنش تیمارهای فرسودگی و انواع پرایمینگ بر آنزیمهای آنتیاکسیدانت، مالون دیالدئید و فرآوردههای میلارد و آمادوری تریتیکاله Table 1- Analysis of variance (mean square) for seed vigor treatments and priming on antioxidant enzymes, MDA and Maillard and Amadori triticale
ns، ** و * بهترتیب غیرمعنیدار ، معنیدار در سطح احتمال یک درصد و معنیدار در سطح احتمال 5% Ns, * and ** ns and ** are respectively non- significant and significant at 5% and 1% probability level
جدول 2- تجزیه واریانس تأثیر انفرادی و برهمکنش تیمارهای فرسودگی و انواع پرایمینگ بر آنزیمهای آنتیاکسیدانت، مالون دیالدئید و فرآوردههای میلارد و آمادوری تریتیکاله Table 2- Analysis of variance (mean square) for seed vigor treatments and priming on antioxidant enzymes, MDA and Maillard and Amadori triticale
ns، ** و * بهترتیب غیرمعنیدار ، معنیدار در سطح احتمال یک درصد و معنیدار در سطح احتمال 5% ns, * and ** ns and ** are respectively non- significant and significant at 5% and 1% probability level
جدول 3- مقایسه میانگین اثر متقابل فرسودگی و پرایمینگ بر آنزیمهای آنتیاکسیدانت، مالون دیالدئید و فراوردههای آمادوری تریتیکاله Table 3- Mean comparison for the effect of seed vigor and priming on antioxidant enzymes, MDA and Amadori triticale.
V1؛ V2 وV3 بهترتیب فرسودگی 95%، 85% و 75%. P1، P2، P3 ،P4 ،P5 و P6 بهترتیب عدم پرایمینگ، پرایمینگ با آب مقطر، پرایمینگ با سیتوکینین، پرایمینگ با اسپرمیدین، پرایمینگ با اسید سالیسیلیک و اکسین. میانگینهای با حروف مشابه در هر ستون اختلاف آماری معنیداری بر اساس آزمون دانکن با هم ندارند. V1, V2 and V3 are 95%, 85% and 75% of viability, respectively. P1, P2, P3, P4, P5, and P6 are without priming, priming with distilled water, priming with cytokinin, priming with spermidine, priming with salicylic acid and auxin, respectively. Means with similar letters in each column are not statistically different based on Duncan's test.
شکل 1- مقایسه اثر فرسودگی بر میزان فعالیت آنزیم اسکوربات پراکسیداز در گیاهچه تریتیکاله (دادهها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنیدار آماری در سطح احتمال 5 درصد است) Figure 1- Comparison of the effect of deterioration on Ascorbat-POD activity in triticale seedling (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)
شکل 2- مقایسه اثر پرایمینگ بر میزان فعالیت آنزیم اسکوربات پراکسیداز در گیاهچه تریتیکاله (دادهها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنیدار آماری در سطح احتمال 5 درصد است) Figure 2- Comparison of the effect of priming on Ascorbat-POD activity in triticale seedling (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)
ظرفیت آنتیاکسیدانی کل (DPPH) با توجه به نتایج تجزیه واریانس، فقط اثر ساده تیمارهای فرسودگی بر ظرفیت آنتیاکسیدانی کل در سطح احتمال 1 درصد معنیدار بود (جدول 2). بیشترین میزان ظرفیت آنتیاکسیدانی کل (05/18) در فرسودگی 95% و کمترین میزان (91/14) در فرسودگی 75% بهدست آمد (شکل 3). سیستمهای دفاع آنتیاکسیدانی نقش مهمی در پاسخ گیاه به شرایط تنشزا مانند فرسودگی بازی میکند و گیاهان را در مقابل آسیبهای اکسیداتیو محافظت میکند. مهار فعالیت رادیکال DPPH برای ارزیابی ظرفیت آنتیاکسیدانی کل استفاده میشود ( Kaur et al., 2022).
شکل 3- مقایسه اثر فرسودگی بر DPPH بذرهای تریتیکاله (دادهها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنیدار آماری در سطح احتمال 5 درصد است) Figure 3- Comparison of the effect of priming on DPPH in triticale seeds (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)
پراکسید هیدروژن (H2O2) و سوپراکسید (O2-) با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و آثار متقابل آنها بر میزان پراکسید هیدروژن و سوپراکسید در سطح احتمال 5 درصد معنیدار بودند (جدول 2). طبق نتایج مقایسه میانگین بیشترین میزان پراکسید هیدروژن (204) و سوپر اکسید (82) درفرسودگی 75% و بدون پرایمینگ بهدست آمد و کمترین میزان پراکسید هیدروژن (103) و سوپر اکسید (35) در 95% فرسودگی و پرایمینگ با اکسین بهدست آمد (جدول 3). بر اساس نتایج Ghaderi- Far et al. (2014) در مدت فرسودگی بذر، رادیکالهای آزاد با اثر خود بر پراکسیداسیون لیپید تسریع پدیده فرسودگی را سبب میشوند. سوپراکسید دسموتاز اولین سیستم دفاعی آنزیمی است که یونهای سوپراکسید را به هیدروژن پراکسید و آب تبدیل میکند و بعد از آن کاتالاز تولید شده میتواند پراکسید هیدروژن را تجزیه کند (Petridis et al., 2012)، استفاده از سالیسیلیک اسید در فرآیند پرایمینگ بذر روی میزان فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت موثر بود (Eftekhar et al., 2019). در پژوهش Sourazar et al. (2022) مشخص شد که کاربرد سالیسیلیک اسید و آب در فرآیند پرایمینگ بذر منجربه افزایش میزان فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت از قبیل کاتالاز، پلی فنول اکسیداز و پراکسید شد و همچنین میزان پراکسید هیدروژن درنتیجهی افزایش پراکسیداسیون لیپید با افزایش غلظت سالیسیلیک اسید، شدت فرسودگی مصنوعی و مدت زمان انبارداری طبیعی افزایش یافت. گزارشهای مختلفی حاکی از آن است که H2O2 بهعنوان مولکول پیام رسان عمل میکند و آبشار واکنشهای حفاظتی را در گیاهان در مقابله با تنش به راه میاندازد (Wang et al., 2007). از سوی دیگر، پراکسید هیدروژن موجب فعال شدن کانالهای کلسیمی میشود. یکی از سازوکارهای عمل سالیسیلیک اسید، افزایش پراکسید هیدروژن میباشد که بهدنبال آن دیگر مسیرهای پاسخ به تنش به راه میافتند (Hayat & Ahmad, 2007). در بررسی Shooryabi et al. (2012) در رقم MCC414، کاربرد سالیسیلیک اسید (1 میلیمولار) در شرایط 25% ظرفیت زراعی، مقدار H2O2 را به طور مشخصی افزایش داد. بر اساس نتایج حاصل از بررسی Nouri & Navabpour (2024) مشخص شد که تولید پراکسید هیدروژن با افزایش غلظت کاربرد سالیسیلیک اسید در فرآیند پرایمینگ بذر افزایش یافت. بر اساس پژوهشهای انجام گرفته دریافتند کاربرد برونزاد پلیآمین منجر به کاهش رادیکال سوپراکسید و مقدار H2O2 میشود و در نهایت تنش اکسیداتیو گیاه را کاهش میدهد (Orabi et al., 2010). پرایمینگ سیگنال IAA، سمزدایی اولیهی ROS را در نهالهای ذرت کنترل میکند. گونههای فعال اکسیژن (ROS) مانند پراکسید هیدروژن (H2O2)، رادیکال سوپراکسید (O2)، رادیکال هیدروکسیل (-OH) و اکسیژن تکی (¹O₂) در صورت تولید بیش از حد میتوانند مضر باشند (Kohli et al., 2019). با این حال، ROS به طور فزایندهای بهعنوان مولکولهای سیگنالینگ حیاتی در نظر گرفته میشوند که نقشهای تنظیمی در رشد، توسعه و افزایش تحمل به تنش گیاه ایفا میکنند ( Ellouzi et al., 2024). پژوهش دیگری نقش H2O2 را در تحریک جاذبهگرایی تنظیم شده توسط اکسین در ریشههای ذرت نشان داد (Xia et al., 2015). Ivanchenko et al. (2013) نشان دادند اکسین تجمع H2O2 را در ریشههای Solanum lycopersicum افزایش داده و منجربه طویل شدن سلولهای ریشه میشود. این گزارشها حاکی از آن است که علیرغم ماهیت سمی آن، H2O2 ممکن است بهعنوان واحدهای سیگنالینگ مرکزی در طول پرایمینگ جوانهزنی بذر عمل کند. پژوهشهای قبلی نقش نشانگرهای استرس اکسیداتیو را در فرآیند پرایمینگ برجسته کرده است (Ellouzi et al., 2021 Ellouzi et al., 2024)، که میتواند تا حدی رشد افزایش یافته مشاهده شده در ریشههای حاصل از بذرهای پرایم شده با IAA را روشن کند. پژوهشهای متعددی نشان دادهاند که IAA اعمال شده بهصورت خارجی یا القا شده توسط پرایمینگ، محتوای کلروفیل، سرعت فتوسنتز، تجمع قند و هدایت روزنه را افزایش میدهد. در مجموع، این موارد ممکن است بهعنوان جاذب ROS و محافظ غشاء عمل کنند (Li et al., 2019). پراکسید هیدروژن اثرات مخربی در رشد و نمو گیاه دارد و اکسین تا حدود زیادی سبب مهار آن شده است (Ghasemi & Ehsanpour, 2018). CAT بهعنوان یک آنزیمی آنتیاکسیدانت به سرعت H2O2 را از بین میبرد و این در شرایطی است که افزایش غلظت اکسین میتواند توسط اثر بر غلظت ABA در بافت گیاهی موثر باشد (Zand et al., 2010). پرایمینگ بذرهای فرسوده با هورمون سیتوکنین و جیبرلین سبب افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی پراکسیداز و کاتالاز شد. فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدان در کاهش نقش تخریبی رادیکالهای آزاد اکسیژن و حفظ غلظت آنها در حد بهینه اهمیت زیادی دارد (Rashidi et al., 2019). پرایمینگ بذر موجب کاهش خسارت غشای سلولی شده و تولید رادیکالهای آزاد اکسیژن را کاهش میدهد و از این روش میتواند موجب افزایش جوانهزنی شود. آنتیاکسیدانتها میتوانند با کم کردن میزان رادیکالهای آزاد از فرسودگی بذر جلوگیری و روند آن را کند کنند (Thiayarajeh & Kapilon, 2015).
مالوندیالدئید با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و اثر متقابل آنها بر میزان مالون دیالدئید در سطح احتمال 1 درصد معنیدار بودند (جدول 1). طبق نتایج مقایسه میانگین بیشترین میزان مالون دیالدئید (2/60) در فرسودگی 75% و پرایمینگ با سیتوکنین بهدست آمد، و کمترین میزان مالون دیالدئید (1/21) در فرسودگی 95% و پرایمینگ با اکسین مشاهده شد (جدول 3). مالوندیآلدئید شاخصی از پراکسیداسیون غشای سلولی بوده و با نشت مواد از غشاء همبستگی مثبت دارد، هر چه میزان این شاخص افزایش یابد پراکسیداسیون غشاء و نشت الکترولیتها از غشاء بیشتر و در نتیجه خسارات احتمالی بیشتر است. بر اساس نتایج Jyoti & Malik (2013) در بذرهای فرسوده کاهش معنیداری در پروتئین، کل قندها و محتوای چربی دیده میشود، بهطوری که اسیدهای چرب آزاد، پراکسید هیدروژن و گونههای فعال اکسیژن افزایش مییابند. درنتیجه این وقایع، اسیدهای چرب غیر اشباع موجود در غشای سلولی به رادیکالهای آزاد و گونههای فعال اکسیژن حساس شده و ترکیبات ناشی از پراکسیداسیون چربی مانند لیپیدهای ترکیبی و مالوندیالدئید تولید میشوند. رادیکالهای هیدروکسیل و سوپراکسید تولید شده در جریان تنش اکسیداتیو به محض حضور در سلول میتوانند واکنشهای زنجیرهای اکسیداتیو را بهصورت اتواکسیداسیونی و یا لیپید هیدروپراکسیدها شروع نمایند که منجربه تولید لیپید هیدروپراکسیدها میشود. لیپید هیدروپراکسیدها بسیار واکنشپذیر بوده و احتمال واکنش با ترکیبات ثانویه سمی حاصل از پراکسیداسیون مانند مالوندیالدئید را دارند. مالوندیالدئید محصول پراکسیداسیون اسید لینولئیک است و توانایی آسیب رساندن به پروتئینهای غشاء را از روش cross-linking دارد (Varier et al., 2010). افزایش پراکسیداسیون لیپیدی و نیز افزایش میزان MDA با افزایش فرسودگی در سویا گزارش شده است (Xia et al., 2015). نتایج پژوهشهای Sepehri & Rouhi (2016) نشان داد کمترین مقادیر مالوندیالدئید به بذرهای پیشتیمار شده با سیتوکنین (بهویژه در 150 قسمت در میلیون) و بیشترین مقادیر به بذور شاهد تعلق دارد. در شرایط پرایمینگ با آب و سالیسیلیک اسید میزان تولید مالوندیآلدئید و پراکسید هیدروژن افزایش یافت. افزایش تولید گونههای فعالی اکسیژن در زمان شروع فرآیند جوانهزنی بذر به علّت نقش فعال گونههای فعال اکسیژن در فرآیند شکست خواب و القای جوانهزنی در بذر است (Yousif Abdullah Al Hijab et al., 2024). در فرآیند پرایمینگ بذر که به شروع مقدمات برای جوانهزنی بذر همراه است، میزان تولید گونههای فعال اکسیژن از قبیل پراکسید هیدروژن افزایش یافته که به دنبال آن با پراکسیداسیون بیشتر غشای سلولی میزان نشت الکترولیتها و همچنین میزان تولید مالوندیالدئید که بیانگر افزایش پراکسیداسیون غشای سلول است افزایش مییابد (Liu et al., 2022). همچنین در پژوهش Nouri & Navabpour (2024) افزایش تولید مالوندیالدئید و پراکسید هیدروژن با افزایش غلظت سالیسیلیک اسید بهعلّت نقش القایی این ماده در شروع فرآیند جوانهزنی بذر و درنتیجه افزایش پراکسیداسیون لیپیدی بوده که منجربه افزایش تولید مالوندیالدئید و پراکسید هیدروژن شده است. (2023) Wani et al. نشان ادند افزایش بیش از اندازه تولید مالوندیالدئید در بذر نشانه شروع کاهش قابلیت حیات در آنها است و این تولید نیز با افزایش محتوای رطوبتی افزایش مییابد. بر اساس نتایج Sheikhnawaz Jahed et al. (2014) کمترین میزان مالوندیالدئید در شرایط بدون تنش و در پرایمینگ با اسپرمیدین بهدست آمد، اعمال پرایمینگ با اسپرمیدین میزان مالوندیالدئید را 47/8 درصد نسبت به شاهد کاهش داد که بیان شده است علت کاهش آثار مخرب رادیکالهای آزاد و حفاظت از غشاء توسط پرایمینگ است و بدین وسیله از صدمه اسیدهای چرب غیر اشباع و کاهش نفوذپذیری غشا جلوگیری میکنند (Qi et al., 2010). بنابراین علت کاهش پراکسیداسیون لیپیدها را میتوان درنتیجه عملکرد پلیآمینها در از بین بردن رادیکالهای آزاد دانست.
فراوردههای میلارد و آمادوری با توجه به نتایج تجزیه واریانس اثر سطوح مختلف فرسودگی و پرایمینگ و آثار متقابل آنها بر میزان فرآوردههای آمادوری در سطح احتمال 1 درصد معنیدار بودند (جدول 2). طبق نتایج مقایسه میانگین بیشترین میزان آمادوری (039/0) درفرسودگی 75% و بدون پرایمینگ و کمترین میزان آمادوری (017/0) در فرسودگی 95% و پرایمینگ با اکسین بهدست آمد (جدول 3). همچنین اثر ساده تیمارهای فرسودگی و پرایمینگ بر مقدار فرآوردههای میلارد در سطح احتمال 1 درصد معنیدار بود (جدول 2). فرسودگی مقدار فرآوردههای میلارد را افزایش داد، بهطوری که کمترین مقدار میلارد (638/0) در فرسودگی 95% و بیشترین مقدار (04/1) در فرسودگی 75% بهدست آمد (شکل 4)، و پرایمینگ مقدار فرآوردههای میلارد را کاهش داد، بهطوری که بیشترین مقدار فرآوردههای میلارد (023/1) در عدم پرایمینگ و کمترین (63/0) در پرایمینگ با اکسین به دست آمد (شکل 5). فرآیند پراکسیداسیون لیپید با تولید آلدئیدها، کتونها، الکلها و فرآیند هیدرولیز قندها با تولید قندهای احیایی، از دلایل اصلی فرسودگی بذر با راه اندازی واکنشهای غیرآنزیمی آمادوری و میلارد هستند (Shaaban et al., 2017). این فرآیندها در هر دو شرایط فرسودگی مصنوعی و انبارداری طبیعی اتفاق میافتند (Murthy & Sun, 2000). واکنشهای آمادوری و میلارد یک سری از واکنشهای پیچیده هستند که بهدنبال واکنش کربونیلآمین اولیه انجام میشوند. بررسیها نشان دادهاند که فرسودگی تسریع شده، کاهش قابلیت حیات بذرهای گندم را سبب شده که همگام با تجمع تولیدات میلارد بوده است ( Shaaban et al., 2017). نتایج پژوهشهای Strelec et al. (2008) نشان داد در مدت فرسودگی بذر، گلیکوزیلاسیون غیرآنزیمی پروتئینهای بذر گندم، به شکلگیری گلیکوزیلآمین در واکنش آمادوری منجر میشود. آنها بیان کردند که شکلگیری تولیدات آمادوری به شرایط نگهداری بذر بستگی دارد. وقوع واکنش میلارد خسارت به آنزیمها و کاهش فعالیت آنزیمی را سبب شد (Gamer et al., 1987). Murthy et al. (2003) بیان کردند که در بذرهای ماش، آنزیمهای آنتیاکسیدان از قبیل کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز به واکنشهای میلارد حساس هستند و همچنین نشان دادند قابلیت حیات بذرها به تجمع تولیدات میلارد حساس است و وقوع این واکنش، کاهش قابلیت حیات بذر را موجب میشود. همچنین آنها بیان کردند تجمع تولیدهای میلارد، حتی پس از ازبین رفتن کامل قابلیت حیات بذر و تبدیل آن به بذر مرده، ادامه دارد. افزایش مدت انبارداری و همچنین افزایش شدت فرسودگی مصنوعی، منجر به افزایش تولید و تجمع محصولات آمادوری شد. همچنین فرسودگی مصنوعی و انبارداری طبیعی، میزان میلارد را افزایش داد (Shaaban et al., 2017). بر اساس نتایج Hanan & Salava (2014) با افزایش تجمع تولیدهای آمادوری، تغییرات پس از ترجمه در برخی از پروتئینهای سیستم آنتیاکسیدانی آنزیمی ایجاد میشود که کاهش کارایی این سیستم و ضعف در جوانهزنی را سبب میشود. نتایج پژوهش Shaaban et al. (2017)افزایش میزان تجمع تولیدهای آمادوری و میلارد را با افزایش شدت فرسودگی مصنوعی و همچنین افزایش مدت انبارداری طبیعی نشان داد. قندهای احیایی، نیروی محرکه اولیه برای شروع اجباری واکنشهای آمادوری و میلارد هستند و از این نظر ضروری هستند (Colville et al., 2012). در ادامه واکنش و با افزایش میزان قندهای احیایی یا آلدئیدها و کتونها، واکنشهای آمادوری و میلارد افزایش مییابند. هیدروپرایمینگ تاثیر معنیداری بر کاهش محصولات آمادوری و میلارد در مقایسه با شاهد داشت ( Yari et al., 2019). یکی از دلایل کاهش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی، اضافه شدن قندهای احیا شده به پروتئینهاست که به واکنش میلارد معروف است و در شرایط پیری و فرسودگی بذر اتفاق میافتد (Murthy et al., 2003). همچنین حمله رادیکالهای آزاد به آنزیمهای آنتیاکسیدانی و تخریب ساختار آنها نیز موجب کاهش فعالیت این آنزیمها میشود (Kurek et al., 2019). آثار مثبت پرایمینگ بذور فرسوده بر افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی در گزارشهای متعدد آمده است (Ansari et al., 2012; Moori & Eisvand, 2017). پرایمینگ بذور با افزایش RNA و متابولیسم پروتئینها و همچنین افزایش فعالیت آنزیمهای هیدرولیز کننده مواد غذایی موجب افزایش سنتز و فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی مانند کاتالاز میشود، مشخص شده که استفاده از سالیسیلیک اسید با تامین نیتروژن مورد نیاز برای سنتز پروتئینها، موجب افزایش سنتز و فعالیت آنزیمها میشود (Mansouri & Omidi, 2022). همچنین پرایمینگ بذور با سیتوکنین سبب افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانت پراکسیداز و کاتالاز میشود (Rashidy, 2019). این نتایج نشان داده اند پرایمینگ موجب کاهش واکنشهای میلارد و آمادوری میشود. بر اساس پژوهشهای Yari et al. (2019)همه تیمارهای پلیآمین سبب کاهش معنیداری در میزان محصولات آمادوری و میلارد داشتند، تیمار اسپرمین دارای بیشترین تأثیر مثبت بر کاهش میزان محصولات آمادوری و میلارد بود، و حداقل واکنش آمادوری و میلارد در بذرهای تیمار شده با اسپرمیدین مشاهده شد.
شکل 4- مقایسه اثر فرسودگی بر میزان فرآوردههای میلارد در بذرهای تریتیکاله (دادهها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنیدار آماری در سطح احتمال 5 درصد است) Figure 4- Comparison of the effect of deterioration on Mailard products in triticale seeds (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level)
شکل 5- مقایسه اثر پرایمینگ بر میزان فرآوردههای میلارد در بذرهای تریتیکاله (دادهها میانگین سه تکرار ± خطای استاندارد میانگین است، حروف متفاوت در هر ستون بیانگر تفاوت معنیدار آماری در سطح احتمال 5 درصد است) Figure 5- Comparison of the effect of priming on Mailard products in triticale seeds (Values are the mean of three replicates ±SE of three separate measurements, in each coloumn different letters show significant difference at 5% probability level) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
Aebi, H. (1984). Catalase in vitro. Methods in Enzymology, 105, 121-126 https://doi.org/10.1016/s0076-6879(84)05016-3 Ali, L. G., Nulit, R., Ibrahim, M. H., & Yien, C. Y. S. (2021). Efficacy of KNO3, SiO2 and SA priming for improving emergence, seedling growth and antioxidant enzymes of rice (Oryza sativa), under drought. Scientific Reports, 11, 1-11. http://doi.org/10.1038/s41598-021-83434-3 Alivand, R. (2012). The study of deterioration in oil seed crops under different storage conditions [Unpublished master Thesis]. University of Tehran. Ansari, O., Chogazardi, H. R., Sharifzadeh, F., & Nazarli, H. (2012). Seed reserve utilization and seedling growth of treated seeds of mountain rye (Secale montanum) as affected by drought stress. Cercetari Agronomice in Moldova, 2, 43-48. https://repository.iuls.ro/xmlui/handle/20.500.12811/2297 Anwar, M. P., Khalid, M. A. I., Islam, A. M., Yeasmin, S., Sharif, A., Hadifa, A., Ismail, I. A., Hossain, A., & El Sabagh, A. (2021). Potentiality of different seed priming agents to mitigate cold stress of winter rice seedling. Phyton, 90(5), 1491. https://doi.org/10.32604/phyton.2021.015822 Azmat, A., Yasmin, H., Hassan, M. N., Nosheen, A., Naz, R., Sajjad, M., Ilyas, N., & Akhtar, M. N. (2020). Coapplication of bio-fertilizer and salicylic acid improves growth, photosynthetic pigments and stress tolerance in wheat under drought stress. Plant Biology, 8, e9960. https://doi.org/10.7717/peerj.9960 Balestrasse, K. B., Gardey, L., Gallego, S. M., & Temaro, M. L. (2001). Response of antioxidant defense system in soybean nodules and roots subjected to cadmium stress. Australian Journal of Plant Physiology, 28(6), 497-504. https;//doi.org/10.1071/PP00158 Balouchi, H., & Ostadian Bidgoly, R. (2018). Effect of seed deterioration on germination and antioxidant enzymes activity of oil flax (Linum usitatissimum L.) Red Bazrak genotype. Journal of Plant Process and Function, 7(23), 205-218. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-953-fa.html [In Persian] Bondet, V., Brand-Williams, W., & Berset, C. (1997). Kinetics and mechanisms of antioxidant activity using the DPPH.free radical method. LWT -Food Science and Technology, 30(6), 609-615. https://doi.org/10.1006/fstl.1997.0240 Bowler, C., Slooten, L., Vandenbranden, S., De Rycke, R., Botterman, J., Sybesma, C., Van Montagu, M., & Inzé, D. (1991). Manganese superoxide dismutase can reduce cellular damage mediated by oxygen radicals in transgenic plants. The EMBO Journal, 10, 1723-1732. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1991.tb07696.x Chaichi, M., Nemati, A., Dadrasi, A., Heydari, M., Hassanisaadi, M., Yousefi, A. R., & Mastinu, A. (2022). Germination of Triticum aestivum L.: Effects of soil–seed interaction on the growth of seedlings. Soil Systems, 6(2), 37. https://doi.org/10.3390/soilsystems6020037 Colville, L., Emma, L. B., Antony, S. L., Hugh, W. P., Laurence, C., & Ilse, K. (2012). Volatile fingerprints of seeds of four species indicate the involvement of alcoholic fermentation, lipid peroxidation, and maillard reactions in seed deterioration during ageing and desiccation stress. Journal of Experimental Botany, 63(18), 6519–6530. https://doi.org/10.1093/jxb/ers307 Coolbear, P. (2020). Mechanisms of seed deterioration. In Seed Quality. CRC Press. https://doi.org/10.1201/9781003075226 Dadnia, M. R. (2016) Effect of humic acid on activity of antioxidant enzymes and yield of castor bean (Ricinus commonis) under water deficit condition. Journal of Crop Ecophysiology, 11(41), 85-98. https://sanad.iau.ir/Journal/jcep/Article/956470 [In Persian] Darabi, F., Valipour, M., Naseri, R., & Moradi, M. (2017). The effects of accelerated aging test on germination and activity of antioxidant enzymes of maize (Zea mays) hybrid varieties seeds. Iranian Journal of Seed Research, 4(1), 45-59. http://dx.doi.org/10.29252/yujs.4.1.45 [In Persian] Delouche, J. C., & Baskin., C. C. (1973). Accelerated aging techniques for predicting the relative storability of seed lots. Seed Technology Papers, 1, 427-452. https://scholarsjunction.msstate.edu/seedtechpapers/10. Ding, F., Wang, R., & Chen, B. (2019). Effect of exogenous ammonium gluconate on growth, ion flux and antioxidant enzymes of maize (Zea Mays L.) seedlings under NaCl stress. Plant Biology, 21(4), 643– 651. https://doi.org/10.1111/plb.12963 Eftekhar, N., Fallah, S., Abbasi Sooraki, A., Khodaverdiloo, H., & Rahimi, A. (2019). Effect of salicylic acid and potassium nitrate pretreatment on enhancing the sunflower tolerance in contaminated soils with cadmium. Iranian Journal of Seed Sciences and Research, 6(2), 161-175. https://doi.org/10.22124/jms.2019.3595 [In Persian] Ellouzi, H., Oueslati, S., Hessini, K., Rabhi, M., & Abdelly, C. (2021). Seed-priming with H2O2 alleviates subsequent salt stress by preventing ROS production and amplifying antioxidant defense in cauliflower seeds and seedlings. Scientia Horticulturae, 288, 110360. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2021.110360 Ellouzi, H., Slimene-Debez, I. B., Amraoui, S., Rabhi, M., Hanana, M., Alyami, n. m., Debez, A., Abdelly, C. H., & Zorrig, W. (2024). Effect of seed priming with auxin on ROS detoxification and carbohydrate metabolism and their relationship with germination and early seedling establishment in salt stressed maize. BMC Plant Biology, 24(704), 2283. https://doi.org/10.1186/s12870-024-05413-w Fallahi, H. A., Ramezanpour, M. R., Andarkhor, A. A., & Kamel, M. (2019). Triticale agriculture. Mazandaran. Agricultural Extension Management. [In Persian] Farooq, M. A., Niazi, A. K., Akhtar, J., Saifullah, M., Farooq, Z., Souri, N., & Rengel, Z. (2019). Acquiring control: the evolution of ROS-induced oxidative stress and redox signaling pathways in plant stress responses. Plant Physiology and Biochemistry, 141, 353-369. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2019.04.039 Feghhenabi, F., Hadi, H., Khodaverdiloo, H., & Van Genuchten, M. T. (2020). Seed priming alleviated salinity stress during germination and emergence of wheat (Triticum aestivum L.). Agricultural Water Management, 231, 106022. http://dx.doi.org/10.1016/j.agwat.2020.106022 Foyer, CH., & Noctor, G. (2003). Redox sensing and signalling associated with reactive oxygen in chloroplasts, peroxisomes and mitochondria. Physiologia Plantarum, 119(3), 355-64. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2003.00223.x Gamer, M. H., Wang, G. M., & Spector, A. (1987). Stimulation of glucosylated lens epithelial Na, KATPase by an aldose reductase inhibitor. Experiment Eye Research, 45(2), 339-345. https://doi.org/10.1016/s0014-4835(87)80155-0 Ganbari, M., Farzaneh, M., & Eftekharian Jahromi, A. (2018). Effect of spermidine and irrigation period on some physiological characteristics of cucurbit (Cucurbita pepo L.). Agricultural Plant Breed, 14(3), 75-87. https://sanad.iau.ir/Journal/iapb/Article/1095926 [In Persian] Gao, H., Zhang, Z. K., Chai, H., Cheng, K., Yang, N., Wang, Y., Yang, D.N., & Cao. W. (2016). Melatonin treatment delays postharvest senescence and regulates reactive oxygen species metabolism in peach fruit. Postharvest Biology Biotechnology, 118, 103-110. http://doi.org/10.1016/j.postharvbio.2016.03.006 Ghaderi, M., & Aliloo, A. A. (2023). Improving activity of antioxidant enzymes and vigor in rapeseed by salicylic acid and gum arabic seed priming. Plant Process and Function, 12(54), 123-138. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-1763-fa.html [In Persian] Ghaderi-Far, F., Soltani, A., & Sadeghipour, H. R. (2014). Biochemical changes in pumpkin seeds during ageing: lipid peroxidation and membrane damages. Iranian Journal of Plant Biology, 6(20), 69-112. https://ijpb.ui.ac.ir/article_18925.html [In Persian] Ghasemi, S., & Ehsanpour, A. A. (2018). The effect of IAA on stress resistance of tobacco seedlings (Nicotiana plumbaginifolia) under in vitro culture conditions. Journal of Cell and Tissue (JCT) Spring, 9(1). http://doi.org//10.52547/JCT.9.1.86 [In Persian] Hajiabbasi, M., Tavakkol Afshari, R., Abbasi, A., & Kamaei, R. (2021). Effects of salicylic acid and ethylene on the germination and gene expression of alpha and beta amylase in deteriorated soybean seeds (Glycine max). Iranians Journal of Seed Science and Technology, 10(1), 156-141. https://doi.org/10.22092/ijsst.2019.125038.1257 [In Persian] Hanan, M. A., & Salwa. A. A. (2014). Effects of gamma irradiation on biochemical and antioxidant defense system in wheat (Triticum aestivum L.) seedlings. International Journal of Advanced Research, 2(8), 287-300. Hasanuzzaman, M., Inafuku, M., Nahar, K., Fujita, M., & Oku, H. (2021). Nitric oxide regulates plant growth, physiology, antioxidant defense, and ion homeostasis to confer salt tolerance in the mangrove species. Kandelia obovata. Antioxidants, 10, 611. https://doi.org/10.3390/antiox10040611 Hayat, S., & Ahmad, A. (2007) Salicylic acid: a plant hormone. Springer. Heath, R. L., & Packer, L. (1968). Photo peroxidation in isolated chloroplasts 1 kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125, 189-198. https://doi.org/10.1016/0003-9861(68)90654-1 Iqbal, H., Yaning, C., Rehman, H., Waqas, M., Ahmed, Z., Raza, S. T., & Shareef, M. (2020). Improving heat stress tolerance in late planted spring maize by using different exogenous elicitors. Chilean Journal of Agricultural Research, 80, 30-40. http://dx.doi.org/10.4067/S0718-58392020000100030 ISTA. (2009) International rules for seed testing. The International Seed Testing Association. Zurich. Switzerland. ISTA. (2012) International rules for seed testing. The International Seed Testing Association (ISTA). Ivanchenko, M. G., den, Os. D., Monshausen, G. B., Dubrovsky, J. G., Bednářová, A., & Krishnan N. (2013). Auxin increases the hydrogen peroxide (H2O2) concentration in tomato (Solanum lycopersicum) root tips while inhibiting root growth. Annals of Botany, 112, 1107-1116. https://doi.org/10.1093/aob/mct181 Jeevan Kumar, S., Rajendra Prasad, S., Banerjee, R., & Thammineni, C. (2015). Seed birth to death: dual functions of reactive oxygen species in seed physiology. Annals of Botany, 116, 663-668. https://doi.org/10.1093/aob/mcv098 Jyoti, U., & Malik, C. P. (2013). Seed deterioration: A review. International Journal of Life Science Botany and Pharmacy Research, 2, 374-85. http://ijlbpr.com/jlbpradmin/upload/ijlbpr_51dd852cb1918.pdf Kaewnaree, P., Vichitphan, S., Klanrit, P., Siri, B., & Vichitphan, K. (2011). Effect of accelerated aging process on seed quality and biochemical changes in sweet pepper (Capsicum annuum L.). Seeds Biotechnology, 10(2), 175-182. https://doi.org/10.3923/biotech.2011.175.182 Kar, M., & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase, and polyphenoloxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57(2), 315-319. https://doi.org/10.1104/pp.57.2.315 Kaur, H., Hussain, S. J., Kaur, G., Poor, P., Alamri, S., Siddiqui, M. H., & Khan, M. I. R. (2022). Salicylic acid improves nitrogen fixation, growth, yield and antioxidant defence mechanisms in chickpea genotypes under salt stress. Journal of Plant Growth Regulation, 1-14. https://doi.org/10.1007/s00344-022-10592-7 Kaya, C., Senbayram, M., Akram, N. A., Ashraf, M., Alyemeni, M. N., & Ahmad, P. (2020). Sulfur-enriched leonardite and humic acid soil amendments enhance tolerance to drought and phosphorus deficiency stress in maize (Zea mays L.). Scientific Reports, 10, 1-13. https://doi.org/10.1038/s41598-020-62669-6 Kohli, S. K., Khanna, K., Bhardwaj, R., Abd Allah, E. F., Ahmad, P., & Corpas, F. J. (2019). Assessment of subcellular ROS and NO metabolism in higher plants: multifunctional signaling molecules. Antioxidants, 8, 641. https://doi.org/10.3390/antiox8120641 Kurek, K., Plitta -Michalak, B., & Ratajczak, E. (2019). Reactive oxygen species as potential drivers of the seed aging process. Plants, 8, 193 -174. https://doi.org/10.3390/plants8060174 Lehner, A., Mamadou, N., Poels, P., Come, D., Bailly, C., & Corbineau, F. (2008). Changes in soluble carbohydrates, lipid peroxidation and antioxidant enzyme activities in the embryo during ageing in wheat grains. Journal of Cereal Science, 47(3), 555-565. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2007.06.017 Li, J., Guan, Y., Yuan, L., Hou, J., Wang, C., Liu, F., et al. (2019) Effects of exogenous IAA in regulating photosynthetic capacity, carbohydrate metabolism and yield of Zizania latifolia. Scientia Horticulturae, 253, 276–85. http://dx.doi.org/10.1016/j.scienta.2019.04.058 Liu, J. H., Nada, k., Hond, C., Kitashiba, H., Wen, X. P., Pang, X. M., & Moriguchi, T. (2006). Polyamine biosynthesis of apple callus under salt stress: importance of arginine decarboxylase pathway respons. Journal of Experimental Botany, 57, 2589-2599. https://doi.org/10.1093/jxb/erl018 Liu, X., Quan, W., & Bartels, D. (2022). Stress memory responses and seed priming correlate with drought tolerance in plants: An overview. Plantas, 255, 45. https://doi.org/10.1007/s00425-022-03828-z Ma, H. Y., Zhao, D. D., Ning, Q. R., Wei, J. P., Li, Y., Wang, M. M., & Liang, Z. W. (2018). A multi-year beneficial effect of seed priming with gibberellic acid-3 (GA3) on plant growth and production in a perennial grass, Leymus chinensis. Scientific Reports, 8(1), 1-9. https://doi.org/10.1038/s41598-018-31471-w Mahros, K. M., Badawy, E. M., Mahgoub, M. H., Habib, A. M., & El-Sayed, I. M. (2011). Effect of putrescine and uniconazole treatments on flower characters and photosynthetic pigments of Chrysanthemum indicum L. Plant. Agricultural Journal of Science, 7, 399-408. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20113217568 Mansouri, A., & Omidi, H. (2022). Effect of priming and seed age on germination, photosynthetic pigments, and biochemical content of Quinoa seedling. Plant Process and Function, 11 (50), 15. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-1813-fa.html [In Persian] Migahid, M. M., Elghobashy, R. M., Bidak, L. M., & Amin. A. W. (2019). Priming of Silybum marianum (L.) Gaertn seeds with H2O2 and magnetic field ameliorates seawater stress. Heliyon, 5(6), e01886. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2019.e01886 Miliauskas, G., Venskutonis, P. R., & Van Beek, T. A. (2004). Screening of radical scavenging activity of some medicinal and aromatic plant extracts. Food Chemistry, 85(2), 231-237. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2003.05.007 Mittova, V., Guy, M., Tal, M., & Volokita, M. (2002). Response of the cultivated tomato and its wild salt-tolerant relative Lycopersicon pennellii to salt-dependent oxidative stress: increased activities of antioxidant enzymes in root plastids. Free Radical Research, 36(2), 195-202. https://doi.org/10.1034/j.1399-3054.2001.1120405.x Moori, S., & Eisvand, H. R. (2017). Plant growth regulators and ascorbic acid affect physiological quality of wheat seedlings obtained from deteriorated seeds. Pakistan Journal of Botany, 49(5), 1811 -1819. https://www.pakbs.org/pjbot/papers/1507286193.pdf Moori, S., & Eisvand, R. (2016). The effect of priming with salicylic acid and ascorbic acid on germination indices and biochemical traits in wheat seed deterioration. Iranian Journal of Seed Science and Research, 6(3), 381-398. https://jms.guilan.ac.ir/article_3835.html [In Persian] Moussou, N., Corzo-Martinez, M., LuzSanz, M., Zaidi, F., Montilla, A., & Villamiel, M. (2017). Assessment of maillard reaction evolution, prebiotic carbohdrates, antioxidant activity and αamylase inhibition in pulse flours. Journal of Food Science and Technology, 54(4), 890–900. https://doi.org/10.1007/s13197-016-2298-5 Murthy, U. M. N., & Sun, W. Q. (2000). Protein modification by Amadori and Maillard reactions during seed storage: roles of sugar hydrolysis and lipid peroxidation. Journal of Experimental Botany, 348, 1221-1228. https://doi.org/10.1093/jxb/51.348.1221 Murthy, U. M. N., Kumar, P. P., & Sun, W. Q. (2003). Mechanisms of seed ageing under different storage conditions for Vigna radiate (L.) Wilczek: lipid peroxidation, sugar hydrolysis, Maillard reactions and their relationship to glass state transition. Journal of Exprimental Botany, 54, 10571067. https://doi.org/10.1093/jxb/erg092 Nakano, Y., & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22, 867-880. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a076232 Nourbakhshian, J., Nabipour, M., Maskerbashi, M., & Amoagaei, R. (2015). Evaluation of dry matter and antioxidant enzyme activity in spruce seedlings under the influence of priming and seed size under drought stress conditions. Plant Process and Function, 4(14), 125-138. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-263-fa.html [In Persian] Nouri, H., & Navabpour, S. (2024). The effect of hydropriming and hormone-priming on the antioxidant systems of chickpea seeds. Iranian Plant and Biotechnology Quarterly Journal, 19(2), 30-47. https://doi.org/10.71829/Biology-2024-1130616 [In Persian] Orabi, S. A., Salman, S. R., & Shalaby, M. A. (2010). Increasing resistance to oxidative damage in cucumber (Cucumis sativus L.) plants by exogenous application of salicylic acid and paclobutrazol. World Journal of Agricultural Sciences, 6(3), 252-259. https://B2n.ir/uu3691 Petla, B. P., Kamble, N. U., Kumar, M., Verma, P., Ghosh, S., Singh, A., Rao, V., Salvi, P., Kaur, H., & Saxena, S. C. (2016). Rice protein l‐isoaspartyl methyltransferase isoforms differentially accumulate during seed maturation to restrict deleterious isoAsp and reactive oxygen species accumulation and are implicated in seed vigor and longevity. New Phytologist, 211, 627-645. https://doi.org/10.1111/nph.13923 Petridis, A., Therios, I., Samouris, G., Koundouras, S., & Giannakoula, A. (2012). Effect of water deficit on leaf phenolic composition, gas exchange, oxidative damage and antioxidant activity of four Greek olive (Olea europaea L.) cultivars. Journal Plant Biochemistry and Physiology, 60, 1-11. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2012.07.014 Posmyk, M. M., Bailly, C., Szafranska, K., Janas, K. M., & Corbineau, F. (2005). Antioxidant enzymes and isoflavonoids in chilled soybean (Glycine max L. Merr.) seedlings. Plant Physiology, 162, 403-412. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2004.08.004 Qi, F. G., Wang, H., & Liu, X. (2010). Effect of MeJA on contents of endogenous hormones in wheat seedling under cold stress. Plant Physiology Communications, 46, 1155 -1158. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20113242657 Rane, J., Singh, A. K., Tiwari, M., Prasad, P. V., & Jagadish, S. K. (2021). Effective use of water in crop plants in dryland agriculture: Implications of reactive oxygen species and antioxidative system. Frontiers in Plant Science, 12. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.778270 Rashidi, S., Abbasdokht, H., Gholami, A., & TavakkolAfshari, R. (2019). Effect of hormone priming and deterioration of seed germination characteristics and antioxidant enzymes activity in corn cultivars seed (Zea mays L.). Iranian Journal of Seed Science and Research, 6(2), 229-243. https://doi.org/10.22124/jms.2019.3602 [In Persian]. Rashidy, S. (2019). The study of the effects of cytokinin and gibberellin on germination characteristics and antioxidant enzymes activity in deteriorated seeds of corn cultivars (Zea mays L.). Journal of Plant Environmental Physiology, 295, 110-125. http://ecophysiologi.gorganiau.ac.ir/article_671942.html [In Persian]. Raza, S. H., Athar, H. R., Ashraf, M., & Hameed, A. (2007). Glycinebetaine-induced modulation of antioxidant enzymes activities and ion accumulation in two wheat cultivars differing in salt tolerance. Environmental and Experimental Botany, 60(3), 368-76 http://dx.doi.org/10.1016/j.envexpbot.2006.12.009 Rhaman, M. S., Imran, S., Rauf, F., Khatun, M., Baskin, C. C., Murata, Y., & Hasanuzzaman, M. (2021). Seed priming with phytohormones: An effective approach for the mitigation of abiotic stress. Plants, 10, 37. https://doi.org/10.3390/plants10010037 Saadat, T., Alidoost, H., & Sedghi, M. (2022). The effect of priming on the activity and gene expression of antioxidant enzymes in rice. Journal of Seed Research, 11(4), 46-54. https://doi.org/10.30495/jsr.2022.1928952.1210 [In Persian] Sachdev, S., Ansari, S. A., Ansari, M. I., Fujita, M., & Hasanuzzaman, M. (2021). Abiotic stress and reactive oxygen species: Generation, signaling, and defense mechanisms. Antioxidants, 10, 277. https://doi.org/10.3390/antiox10020277 Saddiq, M. S., Iqbal, S., Afzal, I., Ibrahim, A. M., Bakhtavar, M. A., Hafeez, M. B., Jahanzai, B., & Maqbool, M. M. (2019). Mitigation of salinity stress in wheat (Triticum aestivum L.) seedlings through physiological seed enhancements. Journal of Plant Nutrition, 42(10), 192-204. http://dx.doi.org/10.1080/01904167.2019.1609509 Sairam, R. K., Rao, K. V., & Srivastava, G. C. (2002). Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science, 163, 1037-1046. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(02)00278-9 Sen, A., & Puthur, J. T. (2020). Influence of different seed priming techniques on oxidative and antioxidative responses during the germination of Oryza sativa varieties. Physiology and Molecular Biology of Plants, 26(3), 551-565. https://doi.org/10.1007/s12298-019-00750-9 Sepehri, A., & Rouhi, H. R. (2016). Effect of cytokinin on morphological and physiological characteristics and antioxidant enzymes activity of aged groundnut (Arachis hypogaea L.) seeds under drought stress. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 5(2), 181-198. http://ijsst.areo.ir/article_108248_en.html [In Persian] Shaaban, M., Ghaderifar, F., Sadeghipour, h., & Yamchi, A. (2017). Mechanism of deterioration in chickpea seeds, relationship between sugar hydrolysis and lipid peroxidation with Amadori and Maillard reactions. Iranian Journal of Plant Biology, 31. https://doi.org/10.22108/ijpb.2017.21534 [In Persian] Sheikhnawaz-Jahed, P., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R., & Sefalian, O. (2014). The effect of priming on germination characteristics of spent seeds of paper-skin pumpkin (Cucurbita pepo) under salt stress conditions. Plant Process and Function, 11(50), 309-326. https://jispp.iut.ac.ir/article-1-1802-fa.html [In Persian] Shim, I. S., Momose, Y., Yamamoto, A., Kim, D. W., & Usui, K. (2003). Inhibition of catalase activity by oxidative stress and its relationship to salicylic acid accumulation in plants. Plant Growth Regulation, 39(3), 285-292. http://dx.doi.org/10.1023/A:1022861312375 Shooryabi, M., Ganjeali, A., & Abrishamci, P. (2012). Investigating the effect of salicylic acid on enzymes activity and antioxidant compounds of chickpea (Cicer arietinum L.) cultivars under drought stress. Environmental Stresses in Crop Sciences, 5(1), 41-54. https://doi.org/10.22077/escs.2012.113 [In Persian]. Soltani, A., Galeshi, S., Zeinali, E., & Latifi, N. (2001). Genetic variation for and interrelationships among seed vigor traits in wheat from the Caspian Sea voasts of Iran. Seed Science and Technology, 29(3), 653-662. https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20013151205 Sourazar, K., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. (2022). The effect of priming on physiological and biochemical traits of French bean (Phaseolus vulgaris) under cobalt chloride stress. Iranian Journal of Seeds Research, 9(1), 7. http://yujs.yu.ac.ir/jisr/article-1-524-fa.html [In Persian]. Strelec, I., Hardi, Z. U., & Hlevnjak, M. (2008). Accumulation of Amadori and Maillard products in wheat seeds aged under different storage conditions. Croatica Chemica Acta, 81(1), 131-137. https://hrcak.srce.hr/23436 Subramanyam, K., Laing, G. D., & Van Damme, E. J. M. (2019). Sodium selenate treatment using a combination of seed priming and foliar spray alleviates salinity stress in rice. Frontiers in Plant Science, 10, 1-17. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00116 Sun, W. Q., & Leopold, A. C. (1995). The Maillard reaction and oxidative stress during aging of soybean seeds. Plant Physiology, 94, 94–104. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1995.tb00789.x Tayyab, N., Naz, R., Yasmin, H., Nosheen, A., Keyani, R., Sajjad, M., Hassan, M. N., & Roberts, T. H. (2020). Combined seed and foliar pre-treatments with exogenous methyl jasmonate and salicylic acid mitigate droughtinduced stress in maize. Plos One, 15, e0232269. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0232269 Thirajah, M., & Kapilan, R. (2015). Effect of aging on the germination characteristics and enzyme activity of sunflower seeds. International Journal of Research and Innovations in Earth Science, 2(6), 147-150. https://www.researchgate.net/publication/291357524 Varier, A., Kuriakose, A., & Dadlani, M. (2010). The subcellular basis of seed priming. Current Science, 99 (4), 450-456. http://www.jstor.org/stable/24109568 Velikova, V., Yordanov, I., & Edreva, A. (2000). Oxidaive stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Protective role of exogenous polyamines. Plant Science, 151, 59-66. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(99)00197-1 Veselovsky, V. A., & Veselova, T. V. (2012). Lipid peroxidation, carbohydrate hydrolysis, and amadori maillard reaction at early stages of dry seed aging. Russian Journal of Plant Physiology, 59(6), 811817. https://doi.org/10.1134/S1021443712030181 Wang, Y., Liu, C., Li, K., Sun, F., Hu, H., Li, X., Zhao, Y., Han, C., Zhang, W., Duan, Y., Liu, M., & Li, X. (2007). Arabidopsis EIN2 modulates stress response through abscisic acid response pathway. Plant Molecular Biology, 64, 633–644. https://doi.org/10.1007/s11103-007-9182-7 Wani, A. S., Ahmad, A., Hayat, S., & Tahir, I. (2023). Epibrassinolide and proline alleviate the photosynthetic and yield inhibition under salt stress by acting on antioxidant system in mustard. Plant Physiology and Biochemistry, 135, 385–394. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2019.01.002 Wettlaufer, S. H., & Leopold, A. C. (1991). Relevance of Amadori and Maillard products to seed deterioration. Plant Physiology, 97, 165-169. https://doi.org/10.1104/pp.97.1.165 Xia, X-J., Zhou, Y. H., Shi, K., Zhou, J., Foyer, C. H., & Yu, J. Q. (2015). Interplay between reactive oxygen species and hormones in the control of plant development and stress tolerance. Journal Experimental Botany, 66 (28), 39–56. https://doi.org/10.1093/jxb/erv089 Yari, L., Sedghi, M., Hamidi, A., & Seyed Sharifi, R. (2019). Effect of seed treatments on Amadori and Maillard products change and seed vigour in barley (Hordeum vulgare L.) After 8 month storage. Iranian Journal of Seed Science and Research, 6(2), 189-201. https://doi.org/10.22124/jms.2019.3599 [In Persian]Yasir, T. A., Muhammad Ateeq, M., Wasaya, A., Hussain, M., Sarwar, N., Khura Mubeen, K., Aziz, M., Iqbal, M. A., Ogbaga, C., Al-Ashkar, I., Md Atikur, R., & El Sabagh, A. (2023). Seed priming and foliar supplementation with β-aminobutyric acid alleviates drought stress through mitigation of oxidative stress and enhancement of antioxidant defense in linseed (Linum usitatissimum L.). Phyton, 92(11), 3114-3131. https://doi.org/10.32604/phyton.2023.029502 Yousif Abdullah Al Hijab, L., Al-Hazmi, N. E., & Naguib, D. M. (2024). Rhizobacteria priming improves common bean seeds germination under different abiotic stresses through improving hydrolysis and antioxidant enzymes kinetics parameters. Rhizosphere, 29, 100842. https://doi.org/10.1016/j.rhisph.2023.100842 Zand, B., Soroosh zadeh, A., Ghanati, F., & Moradi, F. (2010). Effect of zinc and auxin foliar application on some anti-oxidant enzymes activity in corn leaf. Journal of Plant Biological Sciences, 2(3), 35-48. https://civilica.com/doc/1376688 [In Persian]. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 186 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 73 |
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
