پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شماره‌ها | 1,673 |
| تعداد مقالات | 13,658 |
| تعداد مشاهده مقاله | 31,621,129 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 12,496,150 |
پالایش زیستی رنگ اسید بلو 113 توسط ریز جلبک سبز-آبی اسپیرولینا پلاتنسیس تحت تأثیر تیمار ساکارز و فقدان منابع کربن و نیتروژن معدنی | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| علوم زیستی گیاهی | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 4، دوره 15، شماره 3 - شماره پیاپی 57، مهر 1402، صفحه 45-76 اصل مقاله (1.77 M) | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/ijpb.2024.141892.1367 | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| آذین غفاری زاده؛ مریم مددکار حق جو* | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه لرستان، خرم‌آباد، ایران | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| توانایی ریزجلبک Spirulinaa platensis در رنگ‌زدایی دی آزو اسید بلو113 (50 میلیگرم بر لیتر)، در شرایط فتواتوتروف و هتروتروف (با یا بدون تیمار ساکارز، یک گرم بر لیتر) بررسی شد. همچنین تیمار حذف منابع کربن و نیتروژن معدنی جهت تحریک سلولها برای تخریب زیستی رنگ و استفاده از آن بهعنوان منبع مغذی طراحی شد. بیشترین میزان رنگ‌زدایی در مدت 10 روز در شرایط هتروتروف در حضور ساکارز و غیاب منابع کربن و نیتروژن، به میزان 3/92 درصد مشاهده شد. حذف کربن و نیتروژن در شرایط فتواتوتروف، رنگ زدائی را تحریک نمود، امّا در شرایط هتروتروف، رنگ زدائی فقط در حضور ساکارز تحریک شد. در شرایط اتوتروف، وزن خشک با حذف کربن و نیتروژن و یا افزودن رنگ کاهش داشت، امّا در هتروتروفی، تولید تودۀ زیستی در حضور رنگ، افزایش یافت و توسط ساکارز بیشتر تحریک شد. تیمار با رنگ در شرایط حذف کربن و نیتروژن (در یک یا هر دو حالت فتواتوتروف و هتروتروف) سبب بالا بردن کلروفیل a، کاروتنوئید، فیکوبیلینها، آستاگزانتین، کربوهیدرات، پروتئین و پتانسیل آنتیاکسیدانی سلولها نسبت به حالت فقدان رنگ شد. در این شرایط، همچنین گونههای فعال اکسیژن و فنل در حالت اتوتروفی کاهش و در هتروتروفی افزایش نشان دادند. ساکارز در شرایط هتروتروف، پتانسیل آنتیاکسیدانی را تقویت کرد و گونههای فعال اکسیژن را کاهش داد. در کل بهنظر میرسد، علاوه بر تواناییS. platensis در حذف رنگ اسیدبلو 113، این ریز جلبک میتواند از رنگ برای افزایش تودۀ زیستی در شرایط هتروتروف استفاده کرده و در شرایط فقدان کربن و نیتروژن معدنی در محیط کشت، از آن برای تحریک تولید سایر متابولیتهای ارزشمند سلولی نیز استفاده نماید. | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژه‌ها | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| آستاگزانتین؛ پتانسیل آنتیاکسیدانی؛ تودۀ زیستی؛ فیکو بیلی پروتئین؛ گونههای فعال اکسیژن | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
امروزه کمتر از 3% ذخایر آبی برای آشامیدن مناسب است که این میزان نیز با توجه به شرایط کنونی محیطزیست، در حال آلوده شدن است. بر اساس برنامه ارزیابی جهانی آب در سازمان ملل متحد که منابع آبی سراسر جهان را رصد میکند، روزانه دو میلیون تن پساب کارخانهها و فاضلابهای صنعتی در آبهای مختلف تخلیه میشوند. با آنکه در گذشته، آلایندگی زبالههای خانگی و کشاورزی در کانون توجه پژوهشگران بوده، امّا اکنون تاکیدها بر آلایندههای آلی پایدار از جمله مواد رنگزا گذارده شده که به علت ارتباط اکوسیستمهای مختلف محیطزیست با یکدیگر، میتوانند اثرات غیرقابل پیشبینی بر سلامت موجودات زنده بگذارند (Cepoi & Zinicovscaia, 2020). رنگهای مصنوعی به علّت استفاده کاربردی و سهولت تولید، علاوه بر صنایع نساجی در صنایع چاپ کاغذ، فراوردههای مواد غذایی، دارویی، آرایشی و به عنوان مواد افزودنی در فرآوردههای نفتی، بسیار مورد استفاده هستند و پایداری آنها نیز به مراتب بیشتر از رنگهای طبیعی است. بنابراین میتوانند سبب عدم تعادل محتوای شیمیایی و آلی اکوسیستمهای آبی شده و مشکلات زیستمحیطی فراوانی ایجاد نمایند (Sarkar et al., 2017; Khan et al., 2013). مواد رنگزا، بر اساس کاربرد به انواع اسیدی، بازی، دایرکت، اینگرین، دیسپرس و غیره و بر اساس ساختار شیمیایی به انواع آزو، آنتراکینون، دی و تری آریل متان، تری فنیل متان، فتالوسیانین، هتروسیکل و غیره قابل تقسیمبندی هستند (Bafana et al., 2011). در میان رنگهای مصنوعی، ترکیبات آزو (دارای پیوند -N=N-) بزرگترین و متنوعترین گروه را تشکیل داده و تقریباً 70 % از کل مواد رنگزای آلی تولید شده در جهان را شامل میشوند (Khan et al., 2013; El-Sheekh et al., 2009). رنگهای آزو به علّت ماهیت خود بطورکلی نسبت به روشهای تجزیه آزمایشگاهی مقاومت بسیار زیادی نشان میدهند (El-Sheekh et al., 2009). منابع آبی آلوده به این گونه پسابهای سمی به مرور زمان میتوانند مناطق و اکوسیستمهای خاکی اطراف خود را نیز آلوده نموده و مشکلات زیست محیطی فراوانی برای رشد موجودات زنده گیاهی و جانوری ایجاد کنند، در این مورد، گزارشها نشان میدهند برخی مواد رنگزای آزو میتوانند رشد گیاهان را از روش مهار جوانهزنی بذر، کاهش زندهمانی گیاهچه، کاهش فتوسنتز و جلوگیری از طویل شدن شاخه و ریشه تحت تأثیر قرار دهند (Baena-Baldiris et al., 2020; Pokharia & Ahluwalia 2015; Ravi et al., 2014). رنگ اسیدبلو 113، یک رنگ مصنوعی دارای دو پیوند آزو است که در مورد حذف آن از روشهای شیمیایی و فتوکاتالیستی نیز بررسیهایی انجام شده است (Mohagheghian et al., 2022). فرایندهای پالایش فیزیکی و شیمیایی از جمله اسمز معکوس، تبادل یونی، فتوکاتالیزوری، اکسیداسیون الکتروشیمیایی، فرایند فنتون و فیلتراسیون که برای حذف آلاینده بر روی پسابهای صنعتی انجام میشوند، خطر افزایش آلودگی محیط زیست و تولید ترکیبات حدواسط جدید سمی را افزایش میدهند. تکنولوژی جلبک پالایی[1] از جلبکها برای حذف آلاینده ها استفاده میکنند (Moradi et al., 2021; Sarkar et al., 2017) و به علّت هزینه پائین و مبتنی بودن بر فرآیندهای طبیعی و کاهش خطر تجمع مواد سمّی، به سایر تکنولوژیها برتری دارد (Cepoi & Zinicovscaia, 2020; Wang et al., 2019). فرآیند پالایش زیستی آلایندهها میتواند بهصورت جذب یا تخریب زیستی انجام شود. جذب زیستی به معنی حذف آلایندهها از فاز مایع (پساب یا محیط کشت) و انتقال به فاز جامد (سطح جاذب زیستی) است (Rasolzadeh et al., 2019) و برخی اوقات نیز جلبک دخیل در پالایش زیستی، پس از تخریب زیستی ترکیبات آلاینده، از آنها به عنوان منبع کربن، نیتروژن یا انرژی استفاده میکند (Moradi et al., 2021; Zohoorian et al., 2020; Cepoi & Zinicovscaia, 2020). در واقع، جلبکها به علّت تنوع گروههای عملکردی از جمله هیدروکسیل، کربوکسیل، آمینو، فسفات و غیره موجود در سطح سلول، جاذبهای زیستی بالقوهای هستند و علاوه بر ویژگیهای دیواره سلولی، جذب زیستی آلایندهها به داخل سلولهای جلبک نیز حائز اهمیت است (Moradi et al., 2021; Dmytryk et al., 2014). روند تخریب و تجزیه زیستی آلایندهها در داخل سلول زنده، از طریق واکنشهای مختلف آنزیمی اکسیداسیون و احیاء انجام میشود (Zohoorian et al., 2020; Cepoi & Zinicovscaia, 2020). برخی پژوهشها، در زمینه توانایی ریز جلبکها در پالایش زیستی رنگهای مصنوعی انجام شدهاند. برای مثال، حذف 83 درصدی رنگ متیلنبلو توسط جلبک سبز تک سلولی Chlorella vulgaris (Chin et al., 2020)، حذف 6/97 درصدی رنگ کریستال ویوله توسط یک جلبک دیاتومه، Phaeodactylum tricornutum (Santaeufemia et al., 2021) و حذف 1/69 درصدی رنگ آلیزارین رد توسط جلبک سبز-آبی Spirulina platensis (Nasoudaria et al., 2023) گزارش شده است. جلبکهای سبز-آبی یا سیانوباکترها، تولیدکنندگان تودۀ زیستی و اکسیژن از زمان شروع حیات درکره زمین بوده و دارای ویژگیهای فیزیولوژیک بسیار ارزشمندی از جهات مختلف هستند (Troschl et al., 2017). ریز جلبک سبز- آبیSpirulina platensis از شاخه Cyanophyta، رده Cyanophyceae، راسته Spirulinales و خانواده Spirulinaceae است. این سیانوباکتر ریسهای در اغلب زیستگاههای طبیعی جهان یافت شده و بهواسطه پاسخهای فیزیولوژیک سازگارکننده، تحمّل زیادی به انواع تنشهای زیستمحیطی نشان میدهد (Malliga et al., 2020; Klasener da Silva et al., 2018; Fazal et al., 2018). ریز جلبک Spirulina علاوه بر رشد فتواتروفی[2]، قادر به زندگی و رشد در شرایط هتروتروفی و میکسوتروفی[3] نیز است (Sánchez et al., 2003). این ویژگی نه تنها زیست سلول در شرایط کمبود نور و در حضور مواد آلی و آلایندهها را میسر میسازد، بلکه در برخی از این شرایط، ریز جلبک ممکن است بتواند مقدار زیادی تودۀ زیستی حاوی ترکیبات ارزشمند را نیز ذخیره کنند. از همینرو S. platensis بهعنوان یک نمونه بسیار خوب برای پژوهشهای فیزیولوژیک با هدف شناسایی سازوکارهای درگیر در فرایند پالایش زیستی و شناسایی عوامل موثر بر حذف آلایندهها از محیط و بررسی هر چه بهتر نحوه پاسخگویی به شرایط تنش آلایندگی شناخته میشود (Diaconu et al., 2023; Robledo-Padilla et al., 2020). تودۀ زیستی این جلبک نیز به علّت غنی بودن از پروتئینها، اسیدآمینههای ضروری، ویتامینها، رنگدانههای فتوسنتزی، کربوهیدرات و سایر ترکیبات زیست فعال، جهت مصرف انسان، دام و طیور در مراکز و صنایع مختلف دنیا مورد توجه است (Cardoso et al., 2021; Cepoi & Zinicovscaia, 2020; Klasener da Silva et al., 2018; Ghannad et al., 2017). بر اساس منابع، در رشد اتوتروفی S. platensis ، ترکیب بیکربنات سدیم میتواند بهعنوان یک منبع کربنی در کنار CO2 هوا بکار گرفته شود(Magwell et al., 2023) . اما، در شرایط هتروتروفی که از تابش نور ممانعت میشود، قند بهعنوان یک منبع کربن آلی در اختیار ریز جلبک قرار گرفته و کاتابولیسم آن عمدتاً از مسیر اکسیدی پنتوز فسفات انجام میشود (Perez-Garcia et al., 2011). ترکیبات حد واسط مسیر اکسیدی پنتوز فسفات نظیر زایلولوز 5-فسفات، ریبوز 5-فسفات، سدوهپتولوز 7-فسفات و غیره می توانند وارد مسیر مرسوم گلیکولیز یعنی [4]EMP شده و بقیه مسیر را برای تولید پیرووات ادامه دهند(Perez-Garcia et al., 2011). این نکته حائز اهمیت است که توانایی زیست در شرایط هتروتروف، درواقع وابسته به نوع ریز جلبک و پتانسیل ژنتیکی آن بوده و برای کلیه ریز جلبکها امکان پذیر نیست (Li et al., 2020). گزارشهایی از قرار دادن S. platensis در شرایط هتروتروف و تیمار آن با گلوکز، ساکارز، مالتوز، فروکتوز، گلیسرول و یا سایر منابع کربنی وجود دارد که بر اساس نتایج بدست آمده، افزایش تودۀ زیستی و رشد مشاهده شده است (Verma et al., 2020; Mühling et al., 2005). بنابراین، هدف این پژوهش، ارزیابی پتانسیل S. platensis در حذف ماده رنگزای اسید بلو 113 در دو حال فتواتوتروف و هتروتروف (در حضور یاحضور ماده آلی ساکارز) است. همچنین، برای تحریک ریز جلبک جهت استفاده احتمالی از رنگ، حذف منابع کربن معدنی (بیکربنات سدیم) و نیتروژن معدنی (نیترات سدیم) از محیط کشت در قالب یک تیمار طراحی شد. در عین حال، بررسی امکان افزایش تودۀ زیستی جلبکی و شناسایی شرایطی که ترکیبات ارزشمند درون سلولی S. platensis در آن افزایش مییابد، نیز انجام شد. مواد و روشها آماده‌سازی محیط کشت جلبک S. platensis و طراحی تیمارها همه مواد شیمیائی لازم برای تهیه محیط کشت S. platensisاز شرکتهای Sigma و Merck تهیه شدند. محیط کشت مغذی زاروک (Zarrouk, 1966) با K2HPO4(2 میلیمولار)، K2SO4 (5 میلیمولار)، MgSO4.7H2O (8 میلیمولار)، FeSO4.7H2O (03/0 میلیمولار)، ZnSO4.4H2O (1 میلیمولار)، CuSO4.5H2O (5/0 میلیمولار)، NaNO3 (29 میلیمولار)، CaCl2.2H2O (2/0 میلیمولار)، MnCl2.4H2O (9 میلیمولار)،NaCl (17 میلیمولار)، EDTA (4/0 میلیمولار)، H3BO3 (46 میلیمولار)، Na2MoO4 (07/0 میلیمولار)، NaHCO3 (7/160 میلیمولار) در شرایط استریل تهیه و برای کشت ریز جلبک بکار برده شد. محیط کشت پس از آماده سازی، به ارلنهای استریل 250 میلیلیتری اتوکلاو شده اضافه شد، سپس تلقیح توده زیستی ریز جلبک در ارلنها به مقدار مساوی انجام شد. مادهی رنگزای اسید بلو 113 (AB113) با فرمول شیمیایی C32H21N5Na2O6S2 و متعلق به گروه رنگزای آزو با غلظت 50 میلیگرم بر لیتر، خریداری (ساخت شرکت مرک) و در پژوهش استفاده شد. غلظت ماده رنگزا بر اساس یکسری آزمونهای مقدماتی به گونهای انتخاب شد که از تأثیرات شدید و کشنده بر سوسپانسیون جلبکی اجتناب شده و در عین حال تأثیر تحریک کنندگی آن بر میزان رشد و مقدار ترکیبات درون سلولی ریز جلبک نیز قابل تحمّل باشد. تیمارها در دو حالت نوع تغذیه اتوتروفی (Auto) در حضور نور و نیز حالت عدم حضور نور یا هتروتروفی (Het) طراحی شدند. تیمارهای Auto در شرایط کنترل شده نوری 80 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه (16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی) و تیمارهای Het ،کاملاً در تاریکی در دو حالت حضور ساکارز (Suc، بهعنوان منبع کربن آلی) به میزان یک گرم بر لیتر (Tosuner & Ürek, 2020) و یا عدم حضور Suc قرار داده شدند. برای بررسی امکان تخریب رنگ و استفاده جلبک از آن در غیاب منابع کربن و نیتروژن محیط کشت، تیمار حذف همزمان منبع کربن معدنی (بیکربنات سدیم) و منبع نیتروژنی (نیترات سدیم) بهصورت تیمار -CN نیز طراحی شد. نمونههای شاهد مورد نیاز در کلیه آزمونها نیز برای امکان مقایسه تأثیر تیمارها طراحی شدند (جدول شماره 1). سپس همه تیمارها در دمای 1±30 درجه سانتیگراد قرار گرفتند و 10 روز پس از شروع تیماردهی، سنجش شاخصهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی انجام شد. در همه برداشتها، جهت استخراج کامل ترکیبات درون سلولی ریز جلبک، چندین مرحله فریز-ذوب و سونیکیشن (سه مرتبه و هر مرتبه 3 دقیقه در 80 هرتز در مجاورت یخ) توسط دستگاه سونیکاتور (مدلSONIC 4D ، شرکت جیمز انگلستان) و سپس عمل ورتکس در مجاورت گلولههای شیشهای انجام شد (Moraes et al., 2011). درصد حذف و میزان باقیمانده ماده رنگزا در محیط کشت: درصد رنگ زدائی ماده رنگزا از رابطه (1) محاسبه و سپس محاسبه مقدار رنگ باقیمانده در محیط کشت بر حسب میلیگرم بر لیتر انجام شد. برای تعیین مقادیر جذب در طول موج ماکزیمم رنگ (560 نانومتر) از دستگاه اسپکتروفوتومتر 96 چاهکی (مدل Epoch، شرکت بیوتک انگلستان) استفاده شد. رابطه (1): Dye removal (%) = [C0-Cn/C0] ×100 C0 و Cn به ترتیب، غلظتهای ابتدایی و انتهایی ماده رنگزا (AB113) بر حسب میلیگرم بر لیتر در محیط کشت ریز جلبک پس از زمانهای مورد ارزیابی است (Movafeghi et al., 2016). جدول 1- شرح تیمارهای طراحی شده و علائم اختصاری بکاربرده شده. Table 1 – Description of designed treatments and used abbreviations.
سنجش وزن خشک: برای اندازهگیری وزن خشک S. platensis ، مقادیر همگن از سوسپانسیون سلولی به مدت 15 دقیقه درg 13500 سانتریفیوژ شد. برای حذف محیط کشت، سطح بیوماس تر، 2 تا 3 بار با آب دو بار تقطیر شستشو داده شد و پس از تخلیه کامل محلول رویی، تودۀ زیستی تر به دست آمده به مدت 24 ساعت در دمای 55 درجة سانتیگراد داخل آون خشک و سپس توزین شد. وزن خشک براساس میلیگرم در میلیلیتر سوسپانسیون سلولی گزارش شد (Khademi & Ardebili, 2017). سنجش رنگدانههای فتوسنتزی: برای استخراج رنگدانه کلروفیل a (Chl a) و کاروتنوئید کل (Car) از حلال متانول خالص استفاده شد (Zavřel & Červený, 2015). جذب نوری عصاره متانولی نمونهها توسط دستگاه اسپکتروفتومتر 96 چاهکی (مدل Epoch، شرکت بیوتک انگلستان) در طول موجهای 470، 665 و 720 نانومتر خوانده شد، سپس نتایج با روابط (2) و (3) محاسبه و بر حسب میکروگرم رنگدانه بر گرم وزن تر ارائه شدند. رابطه (2): Chl a = 12.9447 (A665-A720) رابطه (3): Car = [1000 (A470-A720)-2.86 (Chl a)]/221 سنجش رنگدانههای فیکوبیلین: استخراج رنگدانههای فیکوبیلین بر اساس روش Moraes et al., (2011) توسط تودۀ زیستی خشک انجام شد. جذب عصاره در طول موجهای 562، 615 و 652 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر 96 چاهکی (با مشخصات بالا) خوانده شد، محاسبه مقدار فیکوبیلینها طبق روابط 4 تا 7 انجام شد (Bennett & Bogorad, 1973) و مقادیر بر حسب میلیگرم رنگدانه بر گرم وزن خشک ارائه شدند. رابطه (4): Phycocyanin (C-PC) = {A615 – (0.474 ×A652)}/5.34 رابطه (5): Allophycocyanin (APC) = {A652 – (0.208 × A615)}/5.09 رابطه (6): Phycoerythrin (PE) = {A562 - (2.41× PC) - (0.849 × APC)}/ 9.62 رابطه (7): PE Phycobiliprotein= PC + APC +PE سنجش آستاگزانتین: برای اندازهگیری آستاگزانتین ، محلول دیمتیلسولفوکساید (DMSO) به تودۀ زیستی خشک اضافه شد. سپس نمونهها به مدت 120 ثانیه در دستگاه سونیکاتور (مدل Elma، P60H، آلمان) قرار گرفتند و 8 ساعت با مگنت هم زده و مجدداً سونیک شدند. پس از انجام سانتریفیوژ، جذب عصاره در طول موج 489 نانومتر با اسپکتروفتومتر 96 چاهکی خوانده شد. سپس با ضریب خاموشی 105×25/1 لیتر بر مول بر سانتیمتر، مقدار آستاگزانتین بر حسب میلیگرم رنگدانه بر گرم وزن خشک ریز جلبک محاسبه و نتایج گزارش شدند (Régnier et al., 2015). سنجش کربوهیدرات محلول کل: سوسپانسیون سلولی برداشت شده به مدّت 15 دقیقه در g 13500 سانتریفیوژ شد. پس از تخلیه محلول رویی، برای حذف تداخل رنگدانهها از استون خالص استفاده و مجددا نمونهها سانتریفیوژ شدند (Marshall, 1986). رسوب برداشت شده در اتانول 80 درصد توسط چندین بار فریز-ذوب-سونیک و ورتکس هموژن شد و مجدداً سانتریفیوژ شد، این مرحله بار دیگر تکرار شده و پس از سانتریفیوژ، مایع رویی جدا و با محلول جاصل از مرحله قبل مخلوط شد. مقدار کربوهیدرات محلول کل بر اساس روش آنترون بر اثر واکنش با اسیدسولفوریک (72 درصد) سنجیده شد (Irigoyen et al., 1992). جذب نمونهها در طول موج 625 نانومتر توسط اسپکتروفتومتر 96 چاهکی خوانده و برای رسم منحنی استاندارد از گلوکز خالص استفاده شد. سنجش پروتئین محلول کل: پس از استخراج عصاره بر اساس روش Smirnoff & Colombe (1998)، مقدار پروتئین محلول کل بر اساس روش Bradford (1976) در طول موج 595 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر 96 چاهکی سنجش شد. نتایج بر حسب میکروگرم بر میلیگرم وزن تر گزارش و از پروتئین آلبومن گاوی به عنوان استاندارد استفاده شد. سنجش گونههای فعال اکسیژن (ROS): بافر فسفاتسدیم 50 میلیمولار (8/6=pH) برای استخراج ROS، به تودۀ زیستی تر اضافه شد. میزان ROS طبق روش Bindschedler et al., (2001) توسط ترکیب زایلنول اورنج سنجش شد. جذب نمونهها در طول موج 560 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر 96 چاهکی خوانده شد. برای رسم منحنی استاندارد از H2O2 استفاده شد و نتایج بر حسب میکرومول بر گرم وزن تر ارائه شدند. سنجش فنل: برای تهیه عصاره فنلی از افزودن آب مقطر به تودۀ زیستی خشک و انجام ورتکس، سونیک به مدّت 5 دقیقه و سپس قرار دادن نمونهها در بنماری (80 درجه سانتیگراد به مدّت 10 دقیقه) استفاده شد. سپس سلولها با معرف فولین مخلوط و به آنها محلول کربنات سدیم 20 درصد اضافه شد، نمونهها ورتکس شدند و به مدّت 1 ساعت در دمای اتاق و تاریکی انکوبه شدند (Machu et al., 2015). جذب نمونهها در طول موج 765 نانومتر با اسپکتروفتومتر 96 چاهکی خوانده شد و نتایج بر حسب میلیگرم بر گرم وزن خشک ارائه شد. برای رسم منحنی استاندارد از ماده گالیک اسید استفاده شد. سنجش فعالیت آنتیاکسیدانی سلول (درصد مهار 2 و 2- دیفنیل- 1- پیکریل هیدرازیل): برای عصاره گیری از افزودن حلال متانول: اتانول به نسبت 1:10 (حجمی- حجمی) به تودۀ زیستی خشک استفاده شد. پس از اضافه نمودن محلول 2 و 2- دیفنیل- 1- پیکریل هیدرازیل (DPPH)- متانولی، جذب نمونهها در طول موج 517 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر 96 چاهکی خوانده و فعالیت آنتیاکسیدانی کل از رابطه 8 بر درصد محاسبه شد (Shalaby & Shanab, 2013). رابطه (8): Activity (%) =Ac-At/Ac × 100 Activity (%)= فعالیت بر حسب درصد مهار 2 و 2- دیفنیل- 1- پیکریل هیدرازیل، At= جذب نمونه عصاره، Ac= جذب محلول DPPH- متانول بدون عصاره (نمونه بلانک) تجزیه و تحلیل آماری: همه آزمایشها در 3 تکرار انجام شدند و دادهها تحت آنالیز واریانس (ANOVA)قرار گرفتند. مقایسه میانگین دادهها توسط آزمون دانکن در سطح احتمال 05/0P < انجام شد و جهت بررسی آماری نتایج از نرم افزار SPSS نسخه 16 استفاده شد. نتایج جدول 2، تجزیه واریانس شاخصهای رنگ زدائی در مدّت ده روز اعمال تیمارهای مختلف را نشان میدهد. بر اساس نتایج بدست آمده در بیشتر موارد، همه تأثیرات از جمله تأثیرات دوتایی و سه تایی تیمارها بر شاخصهای رنگ زدائی معنیدار (P<0.01) بودند. جدول 2- تجزیه واریانس شاخصهای رنگ زدائی ریز جلبک S. platensis تحت تأثیر تیمارهای نوع تغذیه (Trophic)، وجود یا حذف همزمان منابع کربن و نیتروژن (CN) و مدّت زمان تیمار (0، 1، 3، 6، 8 و 10 روز) (Time). df: درجه آزادی؛ (Dye removal) DRM: میزان رنگ زدائی بر حسب میلیگرم بر لیتر؛ DRP: میزان رنگ زدائی بر حسب درصد. Table 2- Variance analysis of the dye removal indices of S. platensis microalgae under treatments of nutrition type (Trophic), simultaneous presence or absence of carbon and nitrogen sources (CN) and duration of treatments (0, 1, 3, 6, 8 and 10 days) (Time). df, degree of freedom; DRM, dye removal (mg L-1); DRP, dye removal percentage.
* و ** به ترتیب معنیدار در سطح احتمال 5 و 1 درصد، ns نشاندهنده عدم معنیداری هستند. * and ** Significant at 0.05 and 0.01 probability level, ns indicate non-significance. جدول 3، تجزیه واریانس شاخصهای فیزیولوژیک مختلف ارزیابی شده در ریز جلبک S. platensis را، ده روز پس از اعمال تیمارها نشان میدهد. بر اساس نتایج بدست آمده در بیشتر موارد، (به جز تأثیر اصلی رنگ و تأثیر دوتایی رنگ در تیمار نوع روش تغذیه، بر وزن خشک و نیز تأثیر دوتایی رنگ درحذف کربن و نیتروژن بر مقدار کربوهیدرات و ROS)، سایر تأثیرها بویژه تأثیرهای دوتایی و سه تایی تیمارها معنیدار (P<0.01, 0.05) بودند. جدول 3- تجزیه واریانس شاخصهای فیزیولوژیک ریز جلبک S. platensis ده روز پس از اِعمال تیمارهای نوع شرایط تغذیهای (Trophic)، وجود یا عدم وجود رنگ اسیدبلو 113 (Dye)، وجود یا حذف همزمان منابع کربن و نیتروژن (CN). Df: درجه آزادی؛ Dw: وزن خشک؛ Chl a: کلروفیل؛ PC: فیکوسیانین؛ APC: آلوفیکوسیانین؛ PE: فیکواریترین؛ Total PBP: فیکوبیلین کل؛ DPPH scavenging: مهار 2 و 2- دیفنیل- 1- پیکریل هیدرازیل. Table 3- Variance analysis of the physiological indices of S. platensis microalgae under treatment of the type of nutrition (Trophic), presence or absence of Acid Blue 113 dye (Dye), the simultaneous presence or absence of a carbon and nitrogen sources (CN). df, degree of freedom; DW, dry weight; Chl a, chlorophyll a; PC, phycocyanin; APC, allophycocyanin; PE, phycoerythrin; total PBP, total phycobilin, DPPH scavending: 2,2-Diphenyl-1-picrylhydraz.
* و ** به ترتیب معنیدار در سطح احتمال 5 و 1 درصد، ns نشاندهنده عدم معنیداری هستند. * and ** Significant at 0.05 and 0.01 probability level, ns indicate non-significance.
همه تیمارها در طی 24 ساعت اول، دست کم حدود 10 میلیگرم رنگ در لیتر را حذف نمودند. بیشترین درصد حذف رنگ طی روز اول به تیمار Het+Suc+dye به میزان 3/0± 97/24 درصد رنگ زدائی اختصاص داشت. در روزهای سوم و ششم آزمون، هر دو تیمار هتروتروف فاقد ساکارز Het +dye) و (Het-CN+dye توانایی کمتری در حذف رنگ نسبت به سایر تیمارها نشان دادند. امّا در حضور ساکارز، میزان رنگ زدائی افزایش یافت، بهطوری که در تیمار Het-CN+Suc+dye، در روزهای پایانی آزمون (روزهای 8 و 10)، رنگ باقیمانده در محیط کشت به کمترین میزان (8/3 میلیگرم بر لیتر) با بیشترین درصد رنگ زدائی (4/92) در میان تیمارهای هتروتروف رسید. تیمار اتوتروف در شرایط فقدان کربن و نیتروژن یعنی تیمارAuto-CN+dye از روز سوم به بعد، سبب حذف رنگ بیشتری نسبت به همین تیمار در شرایط دارای کربن و نیتروژن (Auto+dye) شد. امّا عدم وجود منبع کربن و نیتروژن معدنی در شرایط هتروتروف (Het-CN+dye)، نسبت به تیمار Het+dye سبب کاهش توانایی حذف رنگ از روز سوم به بعد شد، بنابراین در تیمار Het +dye، درصد رنگ زدائی بیشتری مشاهده شد. بر اساس شکل B1، مقدار وزن خشک در همه تیمارها با گذشت زمان تا روز دهم افزایش یافت. در شرایط Auto، افزودن رنگ در غالب روزها (بجز روز هشتم نمونهبرداری) سبب کاهش مقدار وزن خشک شد و حذف کربن و نیتروژن در همین شرایط (Auto-CN) سبب کاهش معنیدار )05/0(P< و قابل توجه مقدار وزن خشک نسبت به تیمار شاهد شد. افزودن رنگ در شرایط اتوتروفی و حذف منابع کربن و نیتروژن (Auto-CN+dye) این کاهش را ترمیم نکرد. مقدار وزن خشک در شرایط Het نسبت به شرایط اتوتروف کاهش نشان داد. در شرایط هتروتروف، وزن خشک بر اثر تغذیه با ساکارز (Het+Suc) یا بر اثر تیمار رنگ (Het+dye) نسبت به شاهد افزایش (Het) پیدا کرد. تیمار همزمان رنگ و ساکارز (Het+Suc+dye) مقدار وزن خشک را بویژه در روز دهم نسبت به تیمارهای قبلی هتروتروف افزایش داد. در کل، تیمارهای ساکارز و یا رنگ بصورت منفرد و یا بهطور همزمان سبب افزایش میزان وزن خشک از روز سوم به بعد، نسبت به تیمار Het شدند. در شرایط Het، حذف کربن و نیتروژن در حضور ساکارز (Het-CN+Suc) و در شرایط تیمار همزمان ساکارز و رنگ (Het-CN+Suc+dye) سبب افزایش معنیدار )05/0(P< وزن خشک نسبت به سایر تیمارها در شرایط هتروتروف شد، امّا افزودن رنگ در حالت Het-CN+dye، سبب کاهش وزن خشک شد. شکل 1- میزان رنگ اسیدبلو 113 در محیط کشت (نمودار ستونی) و میزان رنگ زدائی بر حسب درصد (نمودار خطی) (A)، میزان وزن خشک S. platensis (B)، در طی 10 روز قرارگرفتن در شرایط اتوتروف (Auto)و هتروتروف (Het)، تحت تأثیر تیمارهای رنگ اسید بلو 113(dye) ، حذف منبع نیتروژن و کربن معدنی (–CN) و وجود یا عدم وجود ساکارز در شرایط هتروتروفی (بهترتیب Het+Suc و Het). مقادیر میانگین سه تکرار± SD هستند. حروف بزرگ و کوچک متفاوت، بهترتیب بیان کنندهی تفاوت معنیدار (05/0P<) میان تیمارها در شاخص مقدار رنگ باقیمانده در محیط کشت و میان تیمارها در شاخص میزان رنگ زدائی بر حسب درصد، بر اساس آزمون دانکن هستند. بر اساس شکل A2، در شرایط اتوتروفی (Auto)، افزودن رنگ سبب افزایش مقدار رنگیزه کلروفیل aنشد و حذف منبع کربن و نیتروژن (–CN)، نیز مقدار کلروفیل aرا نسبت به شاهد کاهش داد. درحالیکه، افزودن رنگ در شرایط حذف کربن و نیتروژن (Auto–CN+dye) سبب افزایش معنیدار)05/0(P< و قابل توجه مقدار کلروفیل aنسبت به شاهد و سایر تیمارها شد. مقدار کلروفیل بر اثر حذف نور و قرار دادن ریز جلبک در شرایط هتروتروفی (Het) در بیشتر موارد، نسبت به شرایط Auto کاهش نشان داد. در همین شرایط، افزودن ساکارز (Suc) در شرایط-CN یعنیHet-CN+Suc ، سبب افت بیشتری در مقدار کلروفیل شد، در حالیکه بالعکس تیمار کردن سوسپانسیون سلولی با رنگ اسیدبلو 113 (Het-CN+dye و Het-CN+Suc+dye)، این کاهش را اصلاح کرد و مقدار کلروفیل را حتی به اندازه نمونه شاهد افزایش داد. این نتیجه، تأثیر مثبت و تحریککنندگی رنگ بر افزایش مقدار کلروفیلa در شرایط حذف منبع کربن و نیتروژن در هر دو حالت فتواتوتروف و هتروتروف را نشان میدهد. تغییرات مقدار کاروتنوئید، الگوی تقریباً مشابه با تغییرات کلروفیل a را نشان دادند (شکل B2). با این تفاوت که افزودن رنگ در شرایط اتوتروفی(Auto+dye) ، سبب کاهش مقدار کاروتنوئید نسبت به شاهد (Auto) شد، امّا تیمار رنگ در شرایط هتروتروف و فاقد نیتروژن و کربن، سبب افزایش مقدار کاروتنوئید نسبت به شاهد (Het) و نیز سایر تیمارها شد که نشان دهنده تأثیر تحریککنندگی بیشتر رنگ در شرایط Het-CN+dye بر افزایش مقدار کاروتنوئید، نسبت به سایر شرایط است.
Figure 2- Chl a and total Carotenoid contents of S. platensis after 10 days at photoautotrophic (Auto) and heterotrophic (Het) conditions, treated by Acid blue 113 (dye), removal of mineral carbon and nitrogen sources (-CN) and presence or absence of sucrose at heterotrophic condition (Het+Suc and Het, respectively). Data is the average of three replicates ± SD. Different letters indicate significant differences based on Duncan's test at P<0.05. تغییرات و نوسانات رنگیزه های فیکوبیلین PE)، APC، (PC و مقدار فیکوبیلین کل (PBP) بر اثر تیمارهای اعمال شده به میزان زیادی تشابه نشان دادند (شکل A, B, C, D 3). بهعنوان یک نمونه، مقدار رنگدانه PC، در شرایط اتوتروف، بر اثر افزودن رنگ نسبت به شاهد Auto افزایش نشان داد، با اینحال تأثیر تحریککنندگی بیشتر رنگ، در شرایط حذف منبع کربن و نیتروژن (Auto-CN+dye) مشاهده شد که مقدار رنگدانه را حدودا 8/37 درصد نسبت به Auto-CN افزایش داد. مقدار فیکوبیلینها در شرایط هتروتروف، در مقایسه با شرایط اتوتروف کمتر بود، اگرچه تیمار رنگ در این شرایط نیز (Het+dye, Het+Suc+dye) مقدار رنگدانهها را نسبت به حالت بدون رنگ (Het, Het+Suc) افزایش داد. حذف منابع کربن و نیتروژن، در هر دو شرایط اتوتروف و هتروتروف سبب کاهش قابل توجه و معنیدار )05/0(P< مقدار فیکوبیلینها شد. (Auto-CN, Het-CN) و افزودن ساکارز در حالت هتروتروف، در حضور و یا عدم حضور منابع کربن و نیتروژن (Het+Suc, Het-CN+Suc) نیز نتوانست این کاهش را جبران کند و حتّی منجر به کاهش بیشتری شد. امّا افزودن رنگ در این شرایط (Het-CN+dye)، سبب افزایش مقدار فیکوبیلینها شد و این افزایش در تیمار همزمان ساکارز و رنگ (Het-CN+Suc+dye) تشدید شد. تأثیر مثبت تیمارهای همزمان رنگ و ساکارز، بر روی مقدار رنگدانه PE، بیشتر از PC بود. با اینحال در مجموع، بیشترین مقدار رنگیزههای فیکوبیلین، در شرایط تیمار رنگ در حالت اتوتروفی (Auto+dye) مشاهده شدند.
Figure 3- The content of Phycocyanin (A), Allophycocyanin (B), Phycoerythrin (C) and Total Phycobilin (D) of S. platensis after 10 days at photoautotrophic (Auto) and heterotrophic (Het) conditions, treated by Acid blue 113 (dye), removal of mineral carbon and nitrogen sources (-CN) and presence or absence of sucrose at heterotrophic condition (Het+Suc and Het, respectively). Data is the average of three replicates ± SD. Different letters indicate significant differences based on Duncan's test at p<0.05. مقدار رنگیزه آستاگزانتین در نمونه شاهد Auto، تقریباً 7/1 برابر آن در نمونه شاهد Het بود (شکل 4). افزودن رنگ در شرایط اتوتروف (Auto+dye) سبب کاهش اندکی در مقدار آستاگزانتین شد و در شرایط هتروتروف نیز افزودن رنگ (Het+dye) سبب افزایش مقدار رنگدانه نشد. در مقابل، تیمار ساکارز در این شرایط (Het+Suc)، آستاگزانتین را نسبت به Het افزایش داد. حذف منبع کربن و نیتروژن در هر دو حالت Auto و Het سبب افت قابل ملاحظه رنگدانه شد، امّا صرفاً در شرایط Auto-CN+dye، رنگ توانست افت مقدار رنگدانه نسبت به Auto-CN را تا حدود زیادی جبران کند. در شرایط Het، صرفاً تیمار تلفیقی رنگ و ساکارز (Het-CN+Suc+dye) توانست سبب افزایش زیادی رنگدانه نسبت به حالت فقدان یک یا هر دو تیمار(Het-CN, Het-CN+Suc, Het-CN+dye) شود. این نتایج در مجموع نشان دادند تیمار رنگ در غیاب منابع کربن و نیتروژن، صرفاً در شرایط اتوتروف میتواند تولید رنگدانه آستاگزانتین را تحریک کند و این امر در شرایط هتروتروف فقط بر اثر تیمار تلفیقی رنگ با ساکارز امکان-پذیر است.
شکل4- مقدار رنگیزه آستاگزانتین در S. platensis ، 10 روز پس از قرارگرفتن در شرایط اتوتروف (Auto)و هتروتروف (Het)، تحت تأثیر تیمارهای رنگ اسید بلو 113(dye) ، حذف منبع نیتروژن و کربن معدنی(–CN) و وجود یا عدم وجود ساکارز در شرایط هتروتروفی (بهترتیب Het+Suc و Het). مقادیر میانگین سه تکرار± SD هستند. حروف متفاوت، بیان کنندهی تفاوت معنیدار در سطح 05/0P< بر اساس آزمون دانکن هستند. Figure 4- The content of astaxanthin in S. platensis after 10 days at photoautotrophic (Auto) and heterotrophic (Het) conditions, treated by Acid blue 113 (dye), removal of mineral carbon and nitrogen sources (-CN) and presence or absence of sucrose at heterotrophic condition (Het+Suc and Het, respectively). Data is the average of three replicates ± SD. Different letters indicate significant differences based on Duncan's test at P<0.05. مقدار کربوهیدرات و پروتئین محلول کل، 10 روز پس از اعمال تیمارهای متفاوت رنگ اسیدبلو 113، حذف منابع کربن و نیتروژن و نیز وجود و یا عدم وجود ساکارز در شرایطAuto و/ یاHet اندازهگیری شدند (شکلA, B 5). برخلاف کربوهیدرات، مقدار پروتئین پس از اعمال تیمار رنگ (Auto+dye) به میزان کمی افزایش نشان داد. همچنین رنگ توانست افت واقع شده در مقدار کربوهیدرات بر اثر حذف منابع کربن و نیتروژن ((Auto-CN را تا حد نمونه شاهد دارای منابع کربن و نیتروژن (Auto) افزایش دهد. همچنین در مورد مقدار پروتئین افزایش(Auto-CN+dye) مشاهده شد، امّا به اندازه میزان اولیه آن در نمونه شاهد Auto نبود. در واقع، رنگ توانست در غیاب منابع کربن و نیتروژن در شرایط فتواتوتروف، مقدار کربوهیدرات و پروتئین را تا حد نمونه شاهد دارای این منابع و یا نزدیک به آن افزایش دهد. حذف نور و اعمال شرایط Het سبب افت مقدار کربوهیدرات و پروتئین نسبت به حالت Auto شدند، امّا تیمار رنگ فقط توانست مقدار پروتئین را در حضور و یا غیاب ساکارز (Het+Suc+dye, Het+dye) افزایش دهد. ساکارز در شرایط هتروتروف سبب افزایش معنیدار )05/0(P< مقدار کربوهیدرات (Het+Suc) نسبت به نمونه شاهد Het نشد. حذف منابع کربن و نیتروژن در شرایط Het مشابه با شرایط Auto، سبب کاهش مقادیر کربوهیدرات و پروتئین شدند. افزودن ساکارز(Het-CN+Suc) ، سبب افت بیشتر مقدار پروتئین نسبت به حالت H-CN شد که با شرایط Het+Suc نسبت به Het تشابه دارد. این بدان معنی است که افزودن ساکارز در شرایط حذف نور، حداقل تا روز دهم در حضور یا غیاب منابع کربن و نیتروژن، کمکی به افزایش مقدار پروتئین نمیکند. بالعکس تیمار تلفیقی ساکارز و رنگ در شرایط هتروتروف (Het-CN+Suc+dye)، سبب افزایش مقادیر کربن و همچنین نیتروژن و جبران عدم حضور CN شد.
Figure 5- The content of total soluble Carbohydrate (A) and Protein (B) in S. platensis after 10 days at photoautotrophic (Auto) and heterotrophic (Het) conditions, treated by Acid blue 113 (dye), removal of mineral carbon and nitrogen sources (-CN) and presence or absence of sucrose at heterotrophic condition (Het+Suc and Het, respectively). Data is the average of three replicates ± SD. Different letters indicate significant differences based on Duncan's test at P<0.05. بررسی تغییرات مقدار ROS، فنل و فعالیت خاموشسازی DPPH تحت تأثیر تیمارهای مختلف (شکل A, B, C 6) نشان داد مقدار ROS تحت تأثیر حذف منابع کربن و نیتروژن از محیط کشت، در هر دو حالت Auto-CN و Het-CN، بهصورت معنیدار )05/0(P< افزایش یافت (شکل A6). افزودن رنگ در شرایط اتوتروف Auto-CN+dye، سبب کاهش قابل ملاحظه و معنیدار )05/0(P< مقدار ROS نسبت به حالت Auto-CN شد، درحالیکه تیمار رنگ در شرایط فاقد نور و هتروتروف (Het-CN+dye)، بالعکس منجر به تشدید افزایش مقدار ROS شد. از سوی دیگر، تحت شرایط فوق، تیمار ساکارز(Het-CN+Suc) ، توانست مقدار ROS را به میزان قابل توجهی نسبت به Het-CN کاهش دهد. در مجموع، مقدار ROS، تحت شرایط حذف نور (Het) و شرایط حذف منابع کربن و نیتروژن (-CN)، بهطور معنیدار )05/0(P< افزایش یافت و تأثیر تیمار رنگ بسته به حالت اتوتروفی (Auto-CN+dye) و یا هتروتروفی (Het-CN+dye) بهترتیب بهصورت تأثیر کاهشی و یا افزایشی در میزان ROS مشاهده شد. الگوی تغییرات مقدار فنل با طرح تغییرات ROS جز در چند مورد، تا حدود زیادی تشابه نشان داد (شکل B6). در یکی از موارد، برخلاف تغییرات ROS، مقدار فنل بر اثر تیمار رنگ در شرایط Het+dye، نسبت به شاهد Het کاهش نیافت و نیز تیمارهای تلفیقی رنگ و ساکارز (Het+Suc+dye, Het-CN+Suc+dye) ، سبب پائین نگاهداشتن مقدار فنل و جلوگیری از افزایش آن شدند. بررسی نتایج بدست آمده از سنجش فعالیت آنتیاکسیدانی سلول در خاموشسازی رادیکال آزاد DPPH (شکل C6) نشان دادند الگوی تغییرات مقدار فعالیت آنتیاکسیدانی در واقع در بیشتر حالات و تیمارها، عکس تغییرات ROS و مقدار فنل را نشان میدهد. بدین معنی که در شرایط CN در شرایط اتوتروف و هتروتروف (Auto-CN, Het-CN) و نیز در شرایط Het و Het-CN+dye که مقدار ROS و فنل افزایش نشان میدهند، درواقع، مقدار فعالیت آنتیاکسیدانی کل افزایش نیافته است. بالعکس در هر کجا که فعالیت آنتیاکسیدانی افزایش یافته است، مقدار ROS کاهش نشان داد. بررسی فعالیت آنتیاکسیدانی کل، همچنین نشان دادند افزودن رنگ در شرایط فقدان کربن و نیتروژن محیط کشت (Auto-CN+dye)، سبب تحریک فعالیت آنتیاکسیدانی نسبت به شرایط Auto-CN شد، درحالیکه تیمار رنگ در شرایط Het-CN بطور مشابه عمل نکرد. با اینحال، تیمار تلفیقی رنگ و ساکارز، سبب تحریک فعالیت آنتیاکسیدانی سلول در شرایط وجود و یا فقدان منابع کربن و نیتروژن شد.
شکل 6- تغییرات میزان ROS (A)، فنل (B) و فعالیت خاموش سازی رادیکال آزاد DPPH (C) در S. platensis ، 10 روز پس از قرارگرفتن در شرایط تغذیه اتوتروف (Auto)و هتروتروف (Het)، تحت تأثیر تیمارهای رنگ اسید بلو 113(dye) ، حذف منبع نیتروژن و کربن(–CN) و وجود یا عدم وجود ساکارز در شرایط هتروتروفی (بهترتیب Het+Suc و Het). مقادیر میانگین سه تکرار± SD هستند. حروف متفاوت، بیان کننده تفاوت معنیدار در سطح 05/0P < بر اساس آزمون دانکن هستند. Figure 6- The level of ROS (A) Phenol content (B) and DPPH scavenging activity (C) in S. platensis after 10 days at photoautotrophic (Auto) and heterotrophic (Het) conditions, treated by Acid blue 113 (dye), removal of carbon and nitrogen sources (-CN), presence or absence of sucrose at heterotrophic condition (Het+Suc and Het, respectively). Data is the average of three replicates ± SD. Different letters indicate significant differences based on Duncan's test at P<0.05. بحث پژوهشهائی که بر روی پالایش پسابهای صنعت نساجی توسط ریز جلبکها انجام شده، نشان دادند در اغلب این پژوهشها، بیشتر تمرکز بر روی کاربرد تودۀ زیستی مرده جلبکی و جذب سطحی آلایندهها قرار گرفته (Sodhani et al., 2022; Boukarma et al., 2021; Dotto et al., 2012) و کمتر از نظر فیزیولوژیک، فعالیتهای متابولیسمی و تولیدات ریز جلبکی تحت تنش مواد رنگزا، به موضوع پرداخته شده است (Moradi et al., 2021; Moradi et al., 2019; Taslimi et al., 2013; Qayyum et al., 2009). بههمین علّت در این پژوهش، جنبههای متابولیسمی پاسخ های فیزیولوژیک سلول به رنگ بیشتر مورد توجه قرار گرفتهاند. بر اساس نتایج بدست آمده، رنگ زدائی رنگ دی آزو اسید بلو 113، در طی10 روز آزمون، در سوسپانسیونهای سلولی S. platensis در همگی تیمارهای اعمال شده، با سرعتهای مختلف انجام شد. سرعت رنگ زدائی در تیمار Het در روز اول بیشتر از تیمار Auto بود (بهترتیب، 7/18 درصد نسبت به 1/16 درصد)، امّا از روز سوم به بعد با سرعت کمتری نسبت به Auto دنبال شد. با این حال، هر دو در نهایت به ماکزیمم مقدار 3/83 درصد رنگ زدائی (6/41 میلی گرم بر لیتر) رسیدند. این مساله نشان داد رنگ زدائی اسیدبلو 113 توسط ریز جلبک S. platensis نه تنها در شرایط فتواتوتروف، بلکه با حذف نور و اعمال شرایط هتروتروفی و حتی در فقدان منبع تغذیه آلی ساکارز (حتی با سرعت کمتری) نیز امکانپذیر است. گزارشهایی درباره پتانسیل S. platensis در حذف رنگهای متیلن بلو، مالاشیت گرین و قرمز کنگو در شرایط فتواتوتروفی نیز وجود دارد (Sharmila et al., 2020). برای مقایسه، در یک پژوهش، رنگ زدائی رنگ اسیدبلو 113، توسط مجموعه ای شامل 5 نوع سویه باکتریایی بررسی شد که طی آن 90 درصد رنگ در طی 22 ساعت در پساب نساجی رقیق شده در حضور گلوکز و نیترات آمونیوم توسط مخلوطی از باکتریها تجزیه شدند(Valli Nachiyar et al., 2012) . افزودن ساکارز بهعنوان منبع غذایی آلی در شرایط هتروتروف به محیط کشت حاوی رنگ (Het+Suc) سرعت و میزان رنگ زدائی را افزایش داد و در روز اول به بیشترین مقدار (25 درصد رنگ زدائی) در میان تیمارها رسانید. همچنین تیمار ساکارز مقدار رنگ زدائی را در شرایط فقدان کربن و نیتروژن معدنی (-CN)در محیط کشت، بهشدت تحریک کرد و مقدار ماکزیمم رنگ زدائی را به 93 درصد رسانید. بالعکس، حذف CN و عدم افزودن ساکارز(Het-CN) ، سرعت رنگ زدائی را به کندترین حالت در میان تیمارها رسانید. این مساله نشان داد احتمالاً فعالیتهای متابولیسمی S. platensis برای حذف و تجزیه آلاینده مورد بررسی در محیط کشت هتروتروف، توسط یک منبع کربن آلی در محیط کشت، تحریک و تشدید میشود. استفاده از رنگهای آزو بهعنوان منبع کربنی توسط بعضی موجودات از جمله باکتریهای سودوموناس و کنسرسیوم آرتروباکتر بههمراه ریزوبیوم نیز گزارش شده است (Ruiz-Arias et al., 2010)، همچنین علّت استفاده از منابع کربن یا نیتروژن اضافی برای تحریک رنگ زدائی، کمبود میزان غلظت کربن و نیتروژن در ساختار ماده رنگزا، عنوان شده است (Dav et al., 2015; Kumar et al., 2009). در یافتههای پژوهش حاضر، حذف منابع کربن و نیتروژن معدنی از محیط کشت در شرایط Auto (Auto -CN+ dye) و در شرایط Het صرفاً در حضور ساکارز(Het-CN+Suc+dye) ، سبب تحریک و تشدید رنگ زدائی در روزهای آخر آزمون شد. بنابراین احتمال دارد ریز جلبک S. platensis بتواند جهت تأمین حداقل بخشی از نیازهای متابولیسمی خود از رنگ بهعنوان منبع کربن، نیتروژن یا انرژی استفاده کند. در تأئید این مطلب، افت قابل توجه میزان رنگ زدائی در حضور مقدار زیاد کربن (Solis et al., 2012) و نیتروژن محیط کشت (Rawat et al., 2011) در برخی پژوهشها گزارش شده است. در مورد تولید تودۀ زیستی جلبکی باید ذکر شود، درصورتی که فرآیندهای جلبک پالایی و حذف زیستی آلایندهها بتوانند با افزایش تودۀ زیستی جلبکی همراه شوند، نتایج مفیدتری حاصل خواهد شد. در واقع، تعیین شرایط رشد بهینه ریز جلبکها که در مقیاس تجاری از اهمیت برخوردار است، تحت تأثیر غلظت مواد مغذی و شرایط محیط کشت است (Akgül, 2020; Akbari & Madadkar Haghjou 2018). برخی گزارشها حاکی از پالایش برخی فاضلابها و پسابهای کارخانهای (نظیر رنگ نساجی، پنیر، روغن و...) توسط ریز جلبکها و تبدیل همزمان مواد پالایش شده به تودۀ زیستی و محصولات زیستی هستند (Afrin et al., 2024; Moradi et al., 2021; Zohoorian et al., 2020; Cepoi & Zinicovscaia, 2020). در نتایج حاصل از پژوهش حاضر، تیمار رنگ در شرایط اتوتروفی (Auto+dye) سبب کاهش مقدار کمی در میزان وزن خشک S. platensis شد که احتمالاً به علّت کاهش فتوسنتز بر اثر کاهش رنگ در رسیدن نور به سلولها است (Chin et al., 2020)، با وجود این در چنین شرایطی، میزان رنگدانههای فیکوبیلین، ترکیبات فنلی و نیز مقدار پروتئین سلولها بر اثر تیمار رنگ افزایش یافتند. بررسی پتانسیل آنتیاکسیدانی S. platensis نیزکاهش اندک سطح فعالیت آنتیاکسیدانی سلولها (در خاموشسازی رادیکال DPPH) و نیز کاهش مقدار کاروتنوئید کل در شرایط Auto+dye را نشان دادند. فیکوبیلینها از رنگدانههای کمکی فتوسنتزی در S. platensis محسوب شده و دارای ارزش بسیار زیاد از نظر اقتصادی و صنعتی هستند (Perez-Garcia et al., 2011). به نظر میرسد افزایش مقدار رنگدانه فیکوبیلین توسط سلولهای ریز جلبک در شرایط اتوتروف، منجر به افزایش میزان جذب نور که بر اثر تیمار رنگ و کدورت محیط کشت، کاهش یافته شود (Moradi et al., 2021). پروتئینها نیز از ترکیبات سلولی و بسیار با ارزش ریز جلبکها هستندکه همواره امکان افزایش آنها در پژوهشها، تحت تیمارهای مختلف بررسی میشود (Akgül, 2020; Borah et al., 2020). افزایش مقدار پروتئین در سلول تحت تنش، میتواند نشان دهنده برانگیخته شدن پاسخهای فیزیولوژیک سلول و کسب آمادگی مقابله با تنش و یا شرایط جدید باشد (Hamida et al., 2020). بعضی گزارشها در زمینه افزایش مقدار پروتئین سلولی در شرایط رنگ زدائی و یا پالایش آلایندهها وجود دارد که به افزایش مقدار آنزیمهای متابولیسم نیتروژن نسبت داده شده است (Ahmed et al., 2022). همچنین در برخی پژوهشها، افزایش محتوای پروتئین کل به تحریک بیوسنتز آنزیم روبیسکو تحت شرایط تنش نسبت داده شده است (Li et al., 2020). تیمار حذف منبع کربن و نیتروژن محیط کشت در شرایط اتوتروفی(Auto-CN)، به کاهش شدید مقدار وزن خشک و همچنین کاهش معنیدار (05/0P<) تمام رنگدانههای کلروفیل a، کاروتنوئید کل، آستاگزانتین و فیکوبیلینها و نیز مقدار کربوهیدرات و پروتئین محلول منجر شدند که این اثرها نشان دهنده شدت تنش وارده بر سلولها هستند. رنگدانههای فتوسنتزی میتوانند بهعنوان شاخصی برای ارزیابی ظرفیت سازگاری سلول با شرایط محیطی درنظر گرفته شوند (Ajayan et al., 2018). توقف بیوسنتز کلروفیل یا تخریب تدریجی آن در ریز جلبکهایی که در معرض کمبود نیتروژن قرار دارند، مشاهده شده (Costa et al., 2018; Hong et al., 2017) و تخریب رنگدانههای فیکوبیلیپروتئین، کلروفیل (Khosravi-Darani et al., 2013) و کاروتنوئید (Nagappan & Kumar, 2021) نیز در شرایط فقر نیتروژن مشاهده شده است. بر اساس منابع، توانایی سلولها برای تجزیه منابع نیتروژن آلی (نظیر رنگدانههای فیکوبیلیپروتئین) تحت شرایط کمبود نیتروژن افزایش پیدا میکند (Depraetere et al., 2015) و سلولهای ریز جلبک میتوانند فیکوبیلی زومهای حاوی نیتروژن را برای حفظ نیتروژن درون سلولی و عملکرد متابولیکی طبیعی خود، تجزیه کنند (Pancha et al., 2014). نتایج مشابهی هنگام پژوهش کمبود نیتروژن در S. platensis مشاهده شده است (Li et al., 2018). در نتایج حاصل از این پژوهش، حذف نور در شرایط هتروتروفی نیز سبب کاهش کلروفیل و کاروتنوئید شدند که تحت تیمار -CN تشدید شد. مقدار کلروفیل در ریز جلبکهای Nannnochloropsis و Chlorella و میزان کاروتنوئید در Asterarcys sp. SCS-1881 در شرایط تغذیه هتروتروفی در مقایسه با شرایط اتوتروفی نیز کاهش یافت که با نتایج ما همخوانی دارد (Li et al., 2020; Cheirsilp & Torpee, 2012). با آنکه رنگدانه ها در زندگی فتواتوتروفی سلول برای انجام فتوسنتز بسیار حائز اهمیت هستند، امّا کاهش مقدار آنها در شرایط هتروتروفی ناشی از تغییر منبع تولید و تأمین انرژی برای سلول و هدفمندی سلولها در بیوسنتز ترکیبات مورد نیازشان است (Li et al., 2020). پژوهشها نشان دادند افزودن یک منبع کربن آلی اگزوژن میتواند سبب افزایش غلظت آستاگزانتین بهعنوان یک رنگدانه کتوکاروتنوئیدی لیپوفیل با خاصیت آنتیاکسیدانی در گونههای مختلف جلبکی (Dechatiwongse & Choorit, 2021) شود، که این مورد نیز با یافتههای پژوهش حاضر که میزان آستاگزانتین همواره در حضور ساکارز افزایش مییابد، همخوانی دارد. فرضیههای متعددی در مورد چگونگی تأثیر قند بر تولید آستاگزانتین در سلولهای ریزجلبکی مطرح شده که در کل، تجزیه قند و تولید NADPH، بروز تغییرات در pH و فعالیت آنزیم Phytoene desaturase در بیوسنتز رنگدانه نقش مهمی دارند (Desmarchelier & Borel, 2017; Huang et al., 2008). همچنین در یک بررسی، افزایش 3/1 برابری غلظت آستاگزانتین در هنگام رشد با گلوکز اگزوژن در شرایط کمبود نیتروژن در مقایسه با محیط بدون گلوکز مشاهده شده است (Zhang et al., 2019) که با افزایش آستاگزانتین در تیمار Het-CN+Suc مطابقت دارد. در واقع کمبود نیتروژن با کاهش متابولیسم اولیه سلولها (مانند تولید تودۀ زیستی، کلروفیل و پروتئین)، سبب تحریک متابولیسم ثانویه در سلولهای جلبکی شده و منجر به افزایش بیوسنتز آستاگزانتین میشود (Nagappan et al., 2019; Zhang et al., 2018). کمبود نیتروژن محیط کشت، با کاهش پروتئینسازی و کاهش نیاز به اسکلت کربنی، سبب کاهش مقدار کل پروتئین سلولی شده (Akgül, 2020; Borah et al., 2020) که جریان انرژی به سمت تولید نسبی کربوهیدرات هدایت میشود (Nagappan & Kumar 2021; Costa et al., 2018). در یافتههای حاصل از این پژوهش در تیمارهای -CN هر جا که ساکارز یا رنگ و یا هر دو حضور داشتهاند، میزان کربوهیدراتسازی افزایش یافته که نشان دهنده استفاده احتمالی ریز جلبک از ساکارز و یا رنگ بعنوان منبع کربن است. در شرایط اتوتروفی و تیمار Auto-CN، مقدار ترکیبات فنلی به حدود 2/2 برابر مقدار آنها در کنترل Auto افزایش یافت. از سویی، سطح ROS در این شرایط بهشدت افزایش و مقدار DPPH کاهش نشان داد که میتواند بیانگر تنش موجود باشد. در پژوهش حاضر، افزایش ترکیبات فنلی در همه تیمارها در مقایسه با مقدار آن در شاهد Auto مشاهده شد که بیشترین افزایش در شرایط حذف CN (Auto-CN) و نیز افزودن رنگ (Het-CN+dye) بود. ترکیبات فنلی از مهمترین و با ارزشترین ترکیبات زیست فعال ریز جلبک S. platensis هستند و بر اساس منابع، افزایش ترکیبات فنلی در شرایط تنش، میتواند بهعنوان گریز راهی برای تجمع اسکلت کربنی باشد که بعلّت تنش و مسدود شدن مسیرهای متداول متابولیسمی تجمع یافتهاند (Caretto et al., 2015). نیتروژن بهعنوان یک ماده مغذی در بیوسنتز ماکرومولکولهای حیاتی و رشد ریزجلبکها دخالت دارد (Akgül, 2020) . نیتروژن علاوه بر مشارکت در ساخت پروتئینها، میتواند از تجزیه قندها جلوگیری کند (Sajjadi et al., 2018; Pagnanelli et al., 2014). منبع نیتروژنی میتواند تقسیمات سلولی را تقویت و رشد را تسریع کند (Pancha et al., 2014). بهطوریکه کاهش 20 درصدی رشد ریز جلبک Chlorella تحت تأثیر کمبود نیتروژن (Costa et al., 2018) و کاهش تودۀ زیستی ریز جلبک Picochlorum sp. در مقایسه با کشت شاهد، 12 روز پس از تنش کمبود نیتروژن (El-Kassas, 2013) گزارش شده است. حذف CN در نتایج این پژوهش، علاوه بر کاهش رشد، سبب کاهش معنیدار مقدار پروتئین نیز شد که با افزودن رنگ کاهش پیدا کرد و یا حتی برعکس شد که این مساله میتواند نشان دهنده استفاده احتمالی ریز جلبک از رنگ، بعنوان منبع نیتروژن نیز باشد. تیمار رنگ در شرایط Auto-CN+dye، اگرچه نتوانست سبب افزایش مقدار تودۀ زیستی سلولی شود، با اینحال منجر به افزایش 8/1، 6/1 و 4/1 و 7/1 برابری بهترتیب؛ در مقدار کلروفیل a، کاروتنوئید و فیکوبیلین کل (مجموعه فیکوسیانین، آلوفیکوسیانین و فیکواریترین) و آستاگزانتین نسبت به تیمار (Auto-CN) شد. مقدار کربوهیدرات و پروتئین نیز نسبت به شرایط بدون رنگ افزایش معنیدار (05/0P<) نشان دادند. بنابراین به نظر میرسد که افزودن رنگ اسید بلو 113 به تیمار اتوتروف در شرایط فقدان کربن و نیتروژن، سبب بهبود وضعیت سلولها شده است. در تأئید این مساله، میتوان به میزان رنگ زدائی بیشتر ریز جلبک در این شرایط (4/89 درصد)، نسبت به شرایط Auto+dye (2/83 درصد) اشاره کرد. بررسی وضعیت اکسیدانی/آنتیاکسیدانی سلول نیز حاکی از افت مشخص سطح ROS و افزایش معنیدار پتانسیل آنتیاکسیدانی است که بهبود وضعیت را تأیید میکند. بعضی از پژوهشها نیز رنگ زدائی در شرایط اتوتروفی و افزایش مواد درون سلولی را نشان میدهند (Moradi et al., 2021; Borah et al., 2020; Moradi et al., 2019; Bhattacharya et al., 2017). بهطور کلی، از آنجا که در هتروتروفی، سهولت استفاده از منابع مغذی موجود در محیط کشت به آسانی دسترسی به منابع کربن فتوسنتزی نیست، بنابراین، ریز جلبک در معرض تنش قرار گرفته و سطح ROS سلولی ممکن است افزایش یابد (Chavosh & Shariati, 2019). تیمار ساکارز در شرایط هتروتروف(Het+Suc) ، همانگونه که قبلاً نیز ذکر شد، سبب تحریک رنگ زدائی، افزایش وزن خشک و برخی دیگر از ترکیبات نظیر مقدار کاروتنوئیدها و آستاگزانتین شد و میزان فعالیت آنتیاکسیدانی بر اثر آن افزایش و مقدار ROS، کاهش یافت که نشان دهنده بهبود شرایط است. همچنین تیمار سلولها با رنگ، به جای ساکارز در شرایط هتروتروفی(Het+dye) منجر به کاهش اندک در میزان تودۀ زیستی نسبت به Het+Suc شد، امّا میزان وزن خشک تولید شده را بسیار بالاتر از حالت Het نگاه داشت. این مسأله استفاده احتمالی سلولها از رنگ برای زیست و تولید تودۀ زیستی را در این شرایط به جای منبع آلی ساکارز نشان میدهد. بعضی از پژوهشها نیز امکان افزایش تودۀ زیستی، همزمان با پالایش آلایندهها توسط جلبکها را نشان میدهند (Devi et al., 2023; Prabhath et al., 2022; Cardoso et al., 2021). تیمار همزمان با ساکارز و رنگ در شرایط هتروتروف (Het+Suc+dye)، سبب افزایش وزن خشک نسبت به هر یک از تیمارها به تنهایی شد و سایر شاخصهای سلول از جمله فیکوبیلینها، پروتئین و فعالیت آنتیاکسیدانی سلول را حتی نسبت به شرایط Het+Suc افزایش داد و مقدار ROS را کم کرد. این شرایط نشان دهنده وضعیت بهتر سلول در حضور تیمار دوتایی رنگ و ساکارز، نسبت به هر یک از تیمارها به تنهایی است. در شرایط مشابه در حالت فقدان CN معدنی در محیط کشت هتروتروفی مشاهده شد که با حضور همزمان ساکارز و رنگ (Het-CN+Suc+dye)، مقدار وزن خشک افزایش یافته و میزان رنگ زدائی و نیز وضعیت سایر شاخصها نظیر فعالیت آنتیاکسیدانی بهبود مییابد و مقدار ROS نسبت به شرایط تیمارهای تکی (Het-CN+Suc/Het-CN+dye) کم میشود. جمعبندی پژوهش حاضر نشان میدهد ریز جلبک سبز- آبیS. platensis ، در مدّت 10 روز، رنگ زدائی و حذف رنگ اسید بلو 113 را در هر دو شرایط فتواتوتروفی و هتروتروفی به میزان بیش از 90 درصد انجام میدهد، امّا در شرایط هتروتروفی این ریز جلبک به حضور یک منبع انرژی آلی (نظیر ساکارز) برای تحریک رنگبری نیاز دارد. همچنین حذف منابع معدنی کربن و نیتروژن از محیط کشت در شرایط اتوتروفی، توانست رنگ زدائی و استفاده از رنگ برای افزایش متابولیتهای درون سلولی را تشدید کند، امّا مجدداً در شرایط هتروتروفی برای این فعالیتها به حضور ساکارز نیاز دارد. در مجموع، به نظر میرسد که ریز جلبک میتواند از رنگ اسید بلو 113 برای افزایش وزن خشک و متابولیتهای سلولی استفاده کند و حذف منابع معدنی کربن و نیتروژن در تشدید این اثر موثرند. این مسأله احتمال استفاده ریز جلبک از رنگ بعنوان منبع کربن/ نیتروژن را مطرح میکند، با اینحال نیاز به یک منبع آلی تغذیه در شرایط هتروتروف برای فعالسازی و القای فرایندهای متابولیسمی مشاهده میشود. مجموع این نتایج، سازگاری متابولیسمی خوب S. platensis برای حذف آلایندهها و پسابهای رنگی در محیط و کاربردهای بیوتکنولوژیکی آن را پیشنهاد میکند. تجمع متابولیتهای درون سلولی ارزشمند در طی فرآیند پالایش رنگ نیز بر رویکردهای جامع پالایشگاههای زیستی تاکید میکند، فرایندهایی که در آنها تصفیه پسابها با تولید ترکیبات با ارزش همراه است. | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
Afrin, E., Akter, T., Baidya, A., Hossain, M. A., Islam, M. R., Das, M., Fatema, U. K., Alam, M. S. & Iqbal, M. A. (2024) Biofloc wastewater for microalgae (Chlorella ellipsoidea) production: an approach to algal biomass production and nutrient remediation. Journal of Applied Aquaculture, 1-21. https://doi.org/10.1080/10454438.2024.2351375. Ahmed, S. F., Mofijur, M., Parisa, T. A., Islam, N., Kusumo, F., Inayat, A., Le, V. G., Badreddian, I. A., Khan, T. M. Y. & Ong, H. C. (2022) Progress and challenges of contaminate removal from wastewater using microalgae biomass. Chemosphere, 286(1), 131656. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2021.131656. Ajayan, K. V., Harilal, C. C. & Selvaraju, M. (2018) Phycoremediation resultant lipid production and antioxidant changes in green microalgae Chlorella sp. International Journal of Phytoremediation, 20(11), 1144-1151. https://doi.org/10.1080/15226514.2017.1413333. Akbari, F. & Madadkar Haghjou, M. (2018) Increase in biomass and growth of Dunaliella microalga under vanillin treatment. Journal of Plant Process and Function, 7(24), 211-228 [in Persian]. http://jispp.iut.ac.ir/article-1-691-en.html. Akgül, F. (2020) Effects of nitrogen concentration on growth, biomass, and biochemical composition of Desmodesmus communis (E. Hegewald) E. Hegewald. Preparative Biochemistry and Biotechnology, 50(1), 98-105. https://doi.org/10.1080/10826068.2019.1697884. Baena-Baldiris, D., Montes-Robledo, A. & Baldiris-Avila, R. (2020) Franconibacter sp., 1MS: A new strain in decolorization and degradation of azo dyes ponceau s red and methyl orange. American Chemical Society Omega, 5(43), 28146-28157. https://doi.org/10.1021/acsomega.0c03786. Bafana, A., Devi, S. S. & Chakrabarti, T. (2011) Azo dyes: past, present and the future. Environmental Reviews, 19, 350-371. https://doi.org/10.1139/a11-018. Bennett, A. & Bogorad, L. (1973) Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green algae. The Journal of Cell Biology, 58(2), 419-35. https://doi.org/10.1083/jcb.58.2.419. Bhattacharya, S., Pramanik, S. K., Gehlot, P. S., Patel, H., Gajaria, T., Mishra, S. & Kumar, A. (2017) Process for preparing value-added products from microalgae using textile effluent through a biorefinery approach. American Chemical Society Sustainable Chemistry and Engineering, 5(11), 10019-10028. https://doi.org/10.1021/acssuschemeng.7b01961. Bindschedler, L. V., Minibayeva, F., Gardner, S. L., Gerrish, C., Davies, D. R. & Bolwell, G. P. (2001) Early signalling events in the apoplastic oxidative burst in suspension cultured French bean cells involve CAMP and Ca2+. New Phytologist, 151, 185–194. https://doi.org/10.1046/j.1469-8137.2001.00170.x. Borah, D., Kennedy, B., Gopalakrishnan, S., Chithonirai, A. & Nooruddin, T. (2020) Bioremediation and biomass production with the green microalga Chlorococcum humicola and textile mill effluent (TE). Proceedings of the National Academy of Sciences, India Section B: Biological Sciences, 90, 415-423. https://doi.org/10.1007/s40011-019-01112-x. Boukarma, L., Aziam, R., Baroud, S., Eddaoudi, E., Sinan, F., Sadki, I., Tahrouch, S. & Chiban, M. (2021). Kinetic and equilibrium isotherm studies for the removal of acid blue 113 dye by dried corallina officinalis algae as a novel eco-friendly adsorbent. E3S Web of Conferences, 240, 02004. https://doi.org/10.1051/e3sconf/202124002004. Bradford, M. M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72(1), 248-254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3. Cardoso, L. G., Duarte, J. H., Costa, J. A. V., de Jesus Assis, D., Lemos, P. V. F., Druzian, J. I., de Souza, C. O., Nunes, I. L. & Chinalia, F. A. (2021) Spirulina sp. as a bioremediation agent for aquaculture wastewater: production of high added value compounds and estimation of theoretical biodiesel. BioEnergy Research, 14(1), 254-264. https://doi.org/10.1007/s12155-020-10153-4. Caretto, S., Linsalata, V., Colella, G., Mita, G. & Lattanzio, V. (2015) Carbon fluxes between primary metabolism and phenolic pathway in plant tissues under stress. International Journal of Molecular Sciences, 16(11), 26378-26394. https://doi.org/10.3390/ijms161125967. Cepoi, L. & Zinicovscaia, I. (2020) Spirulina platensis as a model object for the environment bioremediation studies. In Handbook of Algal Science, Technology and Medicine (pp. 629-640). Academic Press. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-818305-2.00039-5. Chavoshi, Z. Z. & Shariati, M. (2019) Lipid production in Dunaliella salina under autotrophic, heterotrophic, and mixotrophic conditions. Biologia, 74, 1579-1590. https://doi.org/10.2478/s11756-019-00336-6. Cheirsilp, B. & Torpee, S. (2012) Enhanced growth and lipid production of microalgae under mixotrophic culture condition: effect of light intensity, glucose concentration and fed-batch cultivation. Bioresource Technology, 110, 510-516. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.01.125. Chen, B., Wan, C., Mehmood, M. A., Chang, J. S., Bai, F. & Zhao, X. (2017) Manipulating environmental stresses and stress tolerance of microalgae for enhanced production of lipids and value-added products–A review. Bioresource Technology, 244, 1198-1206. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2017.05.170. Chin, J. Y., Chng, L. M., Leong, S. S., Yeap, S. P., Yasin, N. H. M. & Toh, P. Y. (2020) Removal of synthetic Dye by Chlorella vulgaris microalgae as natural adsorbent. Arabian Journal for Science and Engineering, 45, 7385-7395. https://doi.org/10.1007/s13369-020-04557-9. Costa, S. S., Miranda, A. L., Andrade, B. B., de Jesus Assis, D., Souza, C. O., de Morais, M. G., Costa, J. A. V. & Druzian, J. I. (2018) Influence of nitrogen on growth, biomass composition, production, and properties of polyhydroxyalkanoates (PHAs) by microalgae. International Journal of Biological Macromolecules, 116, 552-562. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2018.05.064. Dave, S. R., Patel, T. L. & Tipre, D. R. (2015) Bacterial degradation of azo dye containing wastes. In: Microbial degradation of synthetic dyes in wastewaters, (Ed. Singh, S.N.) 57-83. Springer International Publishing Switzerland. https://doi.org/10.1007/978-3-319-10942-8_3. Dechatiwongse, P. & Choorit, W. (2021) Mixotrophic Growth of Astaxanthin-Rich Alga Haematococcus pluvialis using Refined Crude Glycerol as Carbon Substrate: Batch and Fed-Batch Cultivations. Walailak Journal of Science and Technology (WJST), 18(2). https://doi.org/10.48048/wjst.2021.7354. Depraetere, O., Deschoenmaeker, F., Badri, H., Monsieurs, P., Foubert, I., Leys, N., Wattiez, R. & Muylaert, K. (2015) Trade-off between growth and carbohydrate accumulation in nutrient-limited Arthrospira sp. PCC 8005 studied by integrating transcriptomic and proteomic approaches. Plos One, 10(7), e0132461. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0132461. Desmarchelier, C. & Borel, P. (2017) Overview of carotenoid bioavailability determinants: From dietary factors to host genetic variations. Trends in Food Science and Technology, 69, 270–280. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2017.03.002. Devi, A., Verma, M., Saratale, G. D., Saratale, R. G., Ferreira, L. F. R., Mulla, S. I. & Bharagava, R. N. (2023) Microalgae: A green eco-friendly agents for bioremediation of tannery wastewater with simultaneous production of value-added products. Chemosphere, 336, 139192. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2023.139192. Diaconu, M., Soreanu, G., Balan, C. D., Buciscanu, I. I., Maier, V. & Cretescu, I. (2023) Study of Spirulina platensis (Arthrospira) development under the heavy metals influence, as a potential promoter of wastewater remediation. Water, 15(22), 3962. https://doi.org/10.3390/w15223962. Dmytryk, A., Saeid, A. & Chojnacka, K. (2014) Biosorption of microelements by Spirulina: towards technology of mineral feed supplements. The Scientific World Journal, 356328. https://doi.org/10.1155/2014/356328. Dotto, G. L., Cadaval, T. R. S. & Pinto, L. A. A. (2012) Use of Spirulina platensis micro and nanoparticles for the removal synthetic dyes from aqueous solutions by biosorption. Process Biochemistry, 47(9), 1335-1343. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2012.04.029. El-Kassas, H. Y. (2013) Growth and fatty acid profile of the marine microalga Picochlorum sp. grown under nutrient stress conditions. The Egyptian Journal of Aquatic Research, 39(4), 233-239. https://doi.org/10.1016/j.ejar.2013.12.007. El-Sheekh, M. M., Gharieb, M. M. & Abou-El-Souod, G. W. (2009) Biodegradation of dyes by some green algae and cyanobacteria. International Biodeterioration and Biodegradation, 63(6), 699-704. https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2009.04.010. Fazal, T., Mushtaq, A., Rehman, F., Khan, A. U., Rashid, N., Farooq, W., Rehman, M. S. U. & Xu, J. (2018) Bioremediation of textile wastewater and successive biodiesel production using microalgae. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 82, 3107-3126. https://doi.org/10.1016/j.rser.2017.10.029Get rights and content. Ghannad, R., Akbari, F. & Madadkar, H. M. (2017) Effect of blue-green and green algae Spirulina, Chlorella, Dunaliella and minerals on the stimulation of metabolic and biochemical processes of germination in Dracocephalum kotschyi Boiss. Seeds. Nova Biologoca Reperta, 3(4), 295-307 [in Persian]. http://nbr.khu.ac.ir/article-1-2791-fa.html. Hamida, R. S., Ali, M. A., Redhwan, A. & Bin-Meferij, M. M. (2020) Cyanobacteria–a promising platform in green nanotechnology: a review on nanoparticles fabrication and their prospective applications. International Journal of Nanomedicine, 15, 6033-6066. https://doi.org/10.2147/IJN.S256134. Hong, S. J., Park, Y. S., Han, M. A., Kim, Z. H., Cho, B. K., Lee, H., Choi, H. K. & Lee, C. G. (2017) Enhanced production of fatty acids in three strains of microalgae using a combination of nitrogen starvation and chemical inhibitors of carbohydrate synthesis. Biotechnology and Bioprocess Engineering, 22, 60-67. https://doi.org/10.1007/s12257-016-0575-9. Huang, J., Liu, J., Li, Y. & Chen, F. (2008) Isolation and characterization of the phytoene desaturase gene as a potential selective marker for genetic engineering of the astaxanthin-producing green alga chlorella zofingiensis (Chlorophyta). Journal of Phycology, 44(3), 684–690. http://www.blackwell-synergy.com/loi/jpy. Irigoyen, J. J., Einerich, D. W. & Sánchez‐Díaz, M. (1992) Water stress induced changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated Alfalfa (Medicago sativa) plants. Physiologia Plantarum, 84(1), 55-60. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1992.tb08764.x. Khademi, S. & Oraghi Ardebili, N. (2017) Changes in antioxidant systems and biomass in response to selenate in blue-green microalgae Spirulina platensis, Cyanophyta. Journal of Plant Process and Function, 6(20), 9-16. http://jispp.iut.ac.ir/article-1-592-en.html. Khan, R., Bhawana, P. & Fulekar, M. H. (2013) Microbial decolorization and degradation of synthetic dyes: a review. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology, 12(1), 75-97. https://doi.org/10.1007/s11157-012-9287-6. Khosravi-Darani, K., Mokhtari, Z. B., Amai, T. & Tanaka, K. (2013) Microbial production of poly (hydroxybutyrate) from C1 carbon sources. Applied Microbiology and Biotechnology, 97, 1407-1424. https://doi.org/10.1007/s00253-012-4649-0. Klasener da Silva, C. K., Costa, J. A. V. & de Morais, M. G. (2018) Polyhydroxybutyrate (PHB) synthesis by Spirulina sp. LEB 18 using biopolymer extraction waste. Applied Biochemistry and Biotechnology, 185(3), 822-833. https://doi.org/10.1007/s12010-017-2687-x. Kumar K., Dastidara M. G. & Sreekrishnan T. R. (2009) Effect of process parameters on aerobic decolorization of reactive azo dye using mixed culture. World Academy of Science, Engineering and Technology, 58, 962-965. Li, X., Li, W., Zhai, J. & Wei, H. (2018) Effect of nitrogen limitation on biochemical composition and photosynthetic performance for fed-batch mixotrophic cultivation of microalga Spirulina platensis. Bioresource Technology, 263, 555–561. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2018.05.046. Li, T., Yang, F., Xu, J., Wu, H., Mo, J., Dai, L. & Xiang, W. (2020) Evaluating differences in growth, photosynthetic efficiency, and transcriptome of Asterarcys sp. SCS-1881 under autotrophic, mixotrophic, and heterotrophic culturing conditions. Algal Research, 45, 101753. https://doi.org/10.1016/j.algal.2019.101753. Machu, L., Misurcova, L., Vavra, A. J., Orsavova, J., Mlcek, J., Sochor, J. & Jurikova, T. (2015) Phenolic content and antioxidant capacity in algal food products. Molecules, 20(1), 1118-1133. https://doi.org/10.3390/molecules20011118. Magwell, P. F. R., Djoudjeu, K. T., Minyaka, E., Tavea, M. F., Fotsop, O. W., Tagnikeu, R. F., Fofou, A. M., Darelle, C. K. V., Dzoyem, C. U. D. & Lehman, L. G. (2023) Sodium bicarbonate (NaHCO3) increases growth, protein and photosynthetic pigments production and alters carbohydrate production of Spirulina platensis. Current Microbiology, 80(2), 63. https://doi.org/10.1007/s00284-022-03165-0. Malliga, P., Bela, R. B. & Shanmugapriya, N. (2020) Conversion of textile effluent wastewater into fertilizer using marine cyanobacteria along with different agricultural waste. In: Biovalorisation of wastes to renewable chemicals and biofuels (Eds. Rathinam, N. K. & Sani, R. K.) 87-111. Elsevier. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-817951-2.00005-5. Marshall., J. D. (1986) Drought and shade interact to cause fine-root mortality in Douglas-fir seedlings. Plant and Soil, 91, 51-60. https://doi.org/10.1007/BF02181818. Mohagheghian, A., Hooshmand Rad, S., Ayagh, K. & Shirzad-Siboni, M. (2022) Photocatalytic Removal of Acid Blue 113 Dye from Aqueous Solutions Using Zinc Oxide-Kaolin Nanocomposite under Visible Light Irradiation. Journal of Mazandaran University of Medical Sciences, 32(209), 146-162 [in Persian]. http://jmums.mazums.ac.ir/article-1-17973-en.html. Moradi, Z., Madadkar Haghjou, M. & Zarei, M. (2019) Bioremediation of textile dye Direct Blue 129, by green alga Chlorella vulgaris Beijerinck and cyanobacter Spirulina (Arthrospira) platensis Gomont, and influence of dye on their physiological and biochemical indices. Iranian Journal of Plant Biology, 11(4), 83-106 [in Persian]. https://doi.org/10.22108/ijpb.2020.118969.1172. Moradi, Z., Madadkar Haghjou, M., Zarei, M., Colville, L. & Raza, A. (2021) Synergy of production of value-added bioplastic, astaxanthin and phycobilin co-products and direct green 6 textile dye remediation in Spirulina platensis. Chemosphere, 280, 130920. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2021.130920. Moraes, C. C., Sala, L., Cerveira, G. P. & Kalil, S. J. (2011) C-phycocyanin extraction from Spirulina platensis wet biomass. Brazilian Journal of Chemical Engineering, 28(1), 45-49. Movafeghi, A., Khataee, A. R., Moradi, Z. & Vafaei, F. (2016) Biodegradation of direct blue 129 diazo dye by Spirodela polyrrhiza: an artificial neural networks modeling. International Journal of Phytoremediation, 18(4), 337-347. https://doi.org/10.1080/15226514.2015.1109588. Mühling, M., Belay, A. & Whitton, B. A. (2005) Screening Arthrospira (Spirulina) strains for heterotrophy. Journal of Applied Phycology, 17, 129-135. https://doi.org/10.1007/s10811-005-7214-8. Nagappan, S., Devendran, S., Tsai, P. C., Dahms, H. U. & Ponnusamy, V. K. (2019) Potential of two-stage cultivation in microalgae biofuel production. Fuel, 252, 339–349. https://doi.org/10.1016/j.fuel.2019.04.138. Nagappan, S. & Kumar, G. (2021) Investigation of four microalgae in nitrogen deficient synthetic wastewater for biorefinery based biofuel production. Environmental Technology and Innovation, 23, 101572. https://doi.org/10.1016/j.eti.2021.101572. Nasoudari, E., Ameri, M., Shams, M., Ghavami, V. & Bonyadi, Z. (2023) The biosorption of Alizarin Red S by Spirulina platensis; process modelling, optimisation, kinetic and isotherm studies. International Journal of Environmental Analytical Chemistry, 103(3), 633-647. https://doi.org/10.1080/03067319.2020.1862814. Pancha, I., Chokshi, K., George, B., Ghosh, T., Paliwal, C., Maurya, R. & Mishra, S. (2014) Nitrogen stress triggered biochemical and morphological changes in the microalgae Scenedesmus sp. CCNM 1077. Bioresource Technology, 156, 146-154. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2014.01.025. Pagnanelli, F., Altimari, P., Trabucco, F. & Toro, L. (2014) Mixotrophic growth of Chlorella vulgaris and Nannochloropsis oculata: interaction between glucose and nitrate. Journal of Chemical Technology and Biotechnology, 89(5), 652-661. https://doi.org/10.1002/jctb.4179. Perez-Garcia, O., Escalante, F. M. E., de-Bashan, L. E. & Bashan, Y. (2011) Heterotrophic cultures of microalgae: metabolism and potential products. Water Research, 45(1), 11–36. https://doi.org/10.1016/j.watres.2010.08.037. Pokharia, A. & Ahluwalia, S. S. (2015) Toxicological effect of textile dyes and their metabolites: A review. Current Trends in Biotechnology and Chemical Research, 5(1), 11-17. Prabhath, G. P. W. A., Shukla, S. P., Srivastava, P. P., Kumar, K., Sawant, P. B., Verma, A. K., Chouksey M. K. & Nuwansi, K. K. T. (2022) Downstream processing of biomass produced in aquaculture wastewater for valuable pigments from the cyanobacterium Spirulina (Arthrospira) platensis: a green and sustainable approach. Aquaculture International, 30(6), 3081-3106. https://doi.org/10.1007/s10499-022-00949-w. Qayyum, H., Maroof, H. & Yasha, K. (2009). Remediation and treatment of organopollutants mediated by peroxidases: a review. Critical Reviews in Biotechnology, 29(2), 94-119. https://doi.org/10.1080/07388550802685306. Rasolzadeh, F., Hashemi, P., Madadkar Haghjou, M. & Safdarian, M. (2019) Chlorella vulgaris microalgae as a green packing for the microextraction by packed sorbent of nitrofurantoin in urine. Analytical and Bioanalytical Chemistry Research, 6(2), 419-429. https://doi.org/10.22036/abcr.2019.164580.1297. Ravi, D. Parthasarathy, R. Vijayabharathi, V. & Suresh, S. (2014) Effect of textile dye effluent on soybean crop. Journal of Pharmaceutical, Chemical and Biological Sciences, 2(2), 111-117. Rawat, I, Kumar, R. R, Mutanda, T. & Bux, F. (2011) Dual role of microalgae: phycoremediation of domestic wastewater and biomass production for sustainable biofuels production. Applied Energy, 88(10), 3411–3424. https://doi.org/10.1016/j.apenergy.2010.11.025. Robledo-Padilla, F., Aquines, O., Silva-Núñez, A., Alemán-Nava, G. S., Castillo-Zacarías, C., Ramirez-Mendoza, R. A., Zavala-Yoe, R., Iqbal, H. M. N. & Parra-Saldívar, R. (2020) Evaluation and predictive modeling of removal condition for bioadsorption of indigo blue dye by Spirulina platensis. Microorganisms, 8(1), 82. https://doi.org/10.3390/microorganisms8010082. Ruiz-Arias, A., Juárez-Ramírez, C., De Los Cobos-Vasconcelos, D., Ruiz-Ordaz, N., Salmerón-Alcocer, A., Ahuatzi-Chacón, D. & Galíndez-Mayer, J. (2010) Aerobic biodegradation of a sulfonated phenylazonaphthol dye by a bacterial community immobilized in a multistage packed-bed BAC reactor. Applied Biochemistry and Biotechnology, 162, 1689-1707. https://doi.org/10.1007/s12010-010-8950-z. Sajjadi, B., Chen, W. Y., Raman, A. A. A. & Ibrahim, S. (2018) Microalgae lipid and biomass for biofuel production: A comprehensive review on lipid enhancement strategies and their effects on fatty acid composition. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 97, 200-232. https://doi.org/10.1016/j.rser.2018.07.050. Sánchez, M., Bernal-Castillo, J., Rozo, C. & Rodríguez, I. (2003) Spirulina (Arthrospira): An edible microorganism: a review. Universitas Scientiarum, 8(1), 7-24. Santaeufemia, S., Abalde, J. & Torres, E. (2021) Efficient removal of dyes from seawater using as biosorbent the dead and living biomass of the microalga Phaeodactylum tricornutum: Equilibrium and kinetics studies. Journal of Applied Phycology, 33, 3071-3090. https://doi.org/10.1007/s10811-021-02513-0. Sarkar, S., Banerjee, A., Halder, U., Biswas, R. & Bandopadhyay, R. (2017) Degradation of synthetic azo dyes of textile industry: a sustainable approach using microbial enzymes. Water Conservation Science and Engineering, 2(4), 121-131. https://doi.org/10.1007/s41101-017-0031-5. Shalaby, E. A. & Shanab, S. M. M. (2013) Comparison of DPPH and ABTS assays for determining antioxidant potential of water and methanol extracts of Spirulina platensis. Indian Journal of Geo-Marine Sciences, 42, 556-564. http://nopr.niscpr.res.in/handle/123456789/24794. Sharmila, J., Saravanan, P., Sivasankar, S. & Chamundeeswari, M. (2020) A novel and an eco-friendly approach for organic dyes degradation using Spirulina platensis cultivated water. Catalysis Today, 340, 245-252. https://doi.org/10.1016/j.cattod.2018.11.044. Smirnoff N. & Colombe S. V. (1988) Drought influences the activity of enzymes of the chloroplast hydrogen peroxide scavenging system. Journal of Experimental Botany, 39(8), 1097-1108. https://doi.org/10.1093/jxb/39.8.1097. Sodhani, H., Hedaoo, S., Murugesan, G., Pai, S., Vinayagam, R., Varadavenkatesan, T., Bharath, G., Haija, M. A., Nadda, A. K., Govarthanan, M. & Selvaraj, R. (2022) Adsorptive removal of Acid Blue 113 using hydroxyapatite nanoadsorbents synthesized using Peltophorum pterocarpum pod extract. Chemosphere, 299, 134752. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2022.134752. Solis, M., Solis, A., Perez, H. I., Manjarrez, N. & Flores, M. (2012) Microbial decoloration of azo dyes: a review. Process Biochemistry, 47(12),1723–1748. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2012.08.014. Taslimi, P., Adiguzel, A., Nadaroglu, H., Bozoglu, C. & Gulluce, M. (2013) Removal of some textile dyes from aqueous solution by using a catalase-peroxidase from Aeribacillus pallidus (P26). Journal of Pure and Applied Microbiology, 7(4), 2629-2640. Tosuner, Z. V. & Ürek, R. Ö. (2020) Evaluation of sucrose as carbon source in mixotrophic culture of Arthrospira platensis Gomont 1892. Aquatic Research, 3(1), 1-12. https://doi.org/10.3153/AR20001. Troschl, C., Meixner, K. & Drosg, B. (2017) Cyanobacterial PHA production—Review of recent advances and a summary of three years’ working experience running a pilot plant. Bioengineering, 4(2), 26. https://doi.org/10.3390/bioengineering4020026. Valli Nachiyar, C., Sunkar, S., Narendra Kumar, G., Karunya, A., Ananth, P. B., Prakash, P., & Anuradha Jabasingh, S. (2012) Biodegradation of Acid blue 113 containing textile effluent by constructed aerobic bacterial consortia: Optimization and mechanism. Journal of Bioremediation and Biodegradation, 3(162). http://dx.doi.org/10.4172/2155-6199.1000162. Verma, R., Kumari, K. K., Srivastava, A. & Kumar, A. (2020) Photoautotrophic, mixotrophic, and heterotrophic culture media optimization for enhanced microalgae production. Journal of Environmental Chemical Engineering, 8(5), 104149. https://doi.org/10.1016/j.jece.2020.104149. Wang, L., Xiao, H., He, N., Sun, D. & Duan, S. (2019) Biosorption and biodegradation of the environmental hormone nonylphenol by four marine microalgae. Scientific Reports, 9(1), 1-11. https://doi.org/10.1038/s41598-019-41808-8. Zhang, W. W., Zhou, X. F., Zhang, Y. L., Cheng, P. F., Ma, R., Cheng, W. L. & Chu, H. Q. (2018) Enhancing astaxanthin accumulation in Haematococcus pluvialis by coupled light intensity and nitrogen starvation in column photobioreactors. Journal of Microbiology and Biotechnology, 28(12), 2019–2028. https://doi.org/10.4014/jmb.1807.07008. Zhang, Z., Sun, D., Zhang, Y. & Chen, F. (2019) Glucose triggers cell structure changes and regulates astaxanthin biosynthesis in Chromochloris zofingiensis. Algal Research, 39, 101455. https://doi.org/10.1016/j.algal.2019.101455. Zarrouk, C. (1966) Contribution a l'etude d'une Cyanophycee. Influence de Divers Facteurs Physiques et Chimiques sur la croissance et la photosynthese de Spirulina mixima. Thesis. University of Paris, France. Zavrel, T., Sinetova, M. & Cervený, J. (2015) Measurement of chlorophyll a and carotenoids concentration in cyanobacteria. Bio-Protocol, 5(9), 1-5. http://www.bio-protocol.org/e1467. Zohoorian, H., Ahmadzadeh, H., Molazadeh, M., Shourian, M. & Lyon, S. (2020) Microalgal bioremediation of heavy metals and dyes. In: Handbook of Algal Science, Technology and Medicine 659-674. Academic Press. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-818305-2.00041-3. | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 183 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 83 |
|||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
شکل 1 قسمت A، میزان باقیمانده رنگ اسیدبلو 113 در محیط کشت (بر حسب میلیگرم بر لیتر) و نیز درصد رنگ زدائی رنگ توسط S. platensis را تحت شرایط اتوتروفی و هتروتروفی در مدّت 10 روز نشان میدهد. قسمت B نمودار، نیز تغییرات وزن خشک S. platensis بر اثر تیمارهای مختلف را نمایش میدهد.
شکل 2- مقدار کلروفیل a (A) و کاروتنوئید کل (B) در S. platensis ، 10 روز پس از قرارگرفتن در شرایط تغذیهای اتوتروف (Auto)و هتروتروف (Het)، تحت تأثیر تیمارهای رنگ اسید بلو 113(dye) ، حذف منبع نیتروژن و کربن معدنی (–CN) و وجود یا عدم وجود ساکارز در شرایط هتروتروفی (بهترتیب Het+Suc و Het). مقادیر میانگین سه تکرار± SD هستند. حروف متفاوت، بیان کنندهی تفاوت معنیدار در سطح 05/0P< بر اساس آزمون دانکن هستند.
شکل 3- مقادیر رنگیزههای فیکوسیانین (A)، آلوفیکوسیانین (B)، فیکواریترین (C) و فیکوبیلی پروتئین کل (D) در S. platensis ، 10 روز پس از قرارگرفتن در شرایط تغذیه اتوتروف (Auto)و هتروتروف (Het)، تحت تأثیر تیمارهای رنگ اسید بلو 113(dye) ، حذف منبع نیتروژن و کربن معدنی(–CN) و وجود یا عدم وجود ساکارز در شرایط هتروتروفی (بهترتیب Het+Suc و Het). مقادیر میانگین سه تکرار± SD هستند. حروف متفاوت، بیان کنندهی تفاوت معنیدار در سطح 05/0P< بر اساس آزمون دانکن هستند.
شکل 5- مقادیر کربوهیدرات محلول کل (A) و پروتئین محلول (B) در S. platensis ، 10 روز پس از قرارگرفتن در شرایط اتوتروف (Auto)و هتروتروف (Het)، تحت تأثیر تیمارهای رنگ اسید بلو 113(dye) ، حذف منبع نیتروژن و کربن معدنی (–CN) و وجود یا عدم وجود ساکارز در شرایط هتروتروفی (بهترتیب Het+Suc و Het). مقادیر میانگین سه تکرار± SD هستند. حروف متفاوت، بیان کننده تفاوت معنیدار در سطح 05/0P< بر اساس آزمون دانکن هستند.
