پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 42 |
| تعداد شماره‌ها | 1,537 |
| تعداد مقالات | 12,625 |
| تعداد مشاهده مقاله | 25,886,971 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 10,672,178 |
اثر کمبود بور بر رشد رویشی، گل‌دهی و عملکرد دانه در گیاه کلزا | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نشریه زیست‌شناسی گیاهی ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| دوره 12، شماره 2 - شماره پیاپی 44، شهریور 1399، صفحه 23-44 اصل مقاله (952.34 K) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/ijpb.2020.120003.1182 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| زهرا بهمنی1؛ رقیه حاجی بلند1؛ زهرا هاشمی2؛ فرخنده رضانژاد* 3 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 1گروه زیست شناسی گیاهی دانشکده علوم طبیعی دانشگاه تبریز | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 2گروه زیست شناسی دانشکده علوم دانشگاه شهید باهنر کرمان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 3گروه زیست‌شناسی، دانشکده علوم، دانشگاه شهید باهنر کرمان، کرمان، ایران Department of Biology, Faculty of Sciences, Shahid Bahonar University of Kerman, Kerman, Iran | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| بور، عنصر کم‌مصرف ضروری برای گیاهان است که کمبود آن، یکی از بیماری‌های تغذیه‌ای شایع در گونه‌های زراعی است. در پژوهش حاضر، اثر کمبود بور روی مقدار رنگیزه‌ها، فنل‌ها، قندهای محلول، نشاسته، شاخص‌های فلوئورسانس کلروفیل و فعالیت آنزیم‌ها در گیاه کلزا (Brassica napus cv. RGS) طی دورۀ رویشی و زایشی بررسی شد. کمبود بور سبب کاهش رشد گیاهان و اختلال در نمو برگ‌های جوان شد و کلروفیل، کاروتنوئید و آنتوسیانین برگ را کاهش داد؛ همچنین به‌علت مهار گشودگی روزنه‌ها، تثبیت دی‌اکسید‌کربن افت کرد و به‌تبع آن، مقدار قندهای غیرساختاری کاهش یافت. غلظت ترکیبات فنلی سیتوسل طی شرایط کمبود بور در برگ افزایش یافت و با افزایش فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز همراه بود، ولی آنزیم پلیفنلاکسیداز تغییری نشان نداد. گیاهان دچار کمبود بور گل‌آذین‌های بدشکل و خمیده تشکیل دادند و درصد ریزش گل‌ها افزایش یافت. لولۀ گرده در گیاهان دچار کمبود بور تورم رأسی نشان داد و درصد تندش دانه‌های گرده در این گیاهان کمتر بود. طی مراحل نمو بساک، کمبود بور سبب تمایزنیافتن لایه‌های دیوارۀ کیسۀ گرده و تجزیۀ زودرس لایۀ مغذی و تغییرات تزیینات دیوارۀ دانۀ گرده شد. گیاهان دچار کمبود بور میوه‌های کوچک‌تر با سرعت رشد کمتر و دانه‌های کوچک داشتند. نتایج پژوهش حاضر نشان‌دهندۀ اثر کمبود بور طی دورۀ رویشی بر متابولیسم کربن | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژه‌ها | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| ترکیبات فنلی؛ فتوسنتز؛ کلزا؛ کمبود بور؛ گل‌دهی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
مقدمه بور یکی از عناصر کم‌مصرف ضروری برای گیاهان است که مشابه آهن، گیاه بیش از سایر عناصر کم‌مصرف به آن نیاز دارد (Marschner, 2011; Gowhar, 2017). بور کارکردهای فیزیولوژیک متعددی ازجمله شرکت در ساختمان دیواره، نقش در حفظ تمامیت غشاها، نقش در تنظیم متابولیسم ترکیبات فنلی، تمایز چوب و متابولیسم هورمون‌ها، اثر مستقیم بر گسترش سلول، نمو دانۀ گرده و گل‌دهی در گیاهان دارد (Cakmak and Römhled, 1997; Gowhar, 2017). کمبود بور یکی از بیماری‌های تغذیه‌ای مهم است که در گیاهان رشدیافته روی انواع خاک‌های سراسر جهان دیده می‌شود. کمبود بور سبب افت کمیت و کیفیت تولیدات زراعی می‌شود و می‌توان کود بور را برای حل این مشکل تغذیه‌ای مصرف کرد. گونه‌های گیاهی مختلف حساسیت‌های متفاوتی به کمبود بور نشان می‌دهند. در تعدادی از گیاهان تیرۀ کلم ازجمله شلغم، گونه‌های حساس به کمبود بور معرفی شده‌اند و نخستین گزارش‌های کمبود بور در گیاهان زراعی به این گونه‌ها مربوط می‌شوند (Shorrocks, 1997). در بسیاری از گیاهان، نقش عنصر بور طی دورۀ زایشی مهم‌تر از دورۀ رویشی است (Iqbal et al., 2017)؛ به‌طوری‌که در گیاهان رشدیافته روی خاک‌های دارای کمبود متوسط بور، مرحلۀ رشد رویشی تحت‌تأثیر قرار نمی‌گیرد، اما گل‌دهی و تشکیل میوه به‌شدت ممانعت می‌شود (Marschner, 2011). کلزا (Brassica napus L.)، گیاهی از تیرۀ کلم است که در مناطق معتدلۀ بسیاری از نقاط جهان کشت می‌شود. ارقام اصلاح‌شدۀ این گیاه که به کانولا معروف هستند، کیفیت بهتری ازنظر روغن دانه دارند و در سراسر دنیا ازجمله ایران با هدف استحصال روغن از دانه‌ها کشت می‌شوند (Adamska, 2004). بررسی‌های نسبتاً جامعی در زمینۀ اثر کمبود بور روی عملکرد گیاه کلزا در شرایط مزرعه‌ای و نیز تفاوت‌های بین رقمی ازنظر تحمل کمبود بور در این گیاه انجام و منتشر شده‌اند (Xue et al., 1998; Stangoulis et al.,2000). مطابق آنچه در گندمیان دیده شده است (Marschner, 2011)، بور اثر بیشتری بر نمو زایشی گیاهان دارد و ازاین‌رو، می‌توان انتظار داشت گل‌دهی و تشکیل میوه در گیاه کلزا بیش از رشد رویشی تحت‌تأثیر کمبود بور قرار گیرد؛ همچنین باتوجهبه اینکه اهمیت اقتصادی گیاه کلزا به دانۀ آن مربوط است، بررسی گل‌دهی و عملکرد دانه بیش از رشد رویشی در مطالعۀ فیزیولوژی تغذیه‌ای این گیاه اهمیت دارد. اگرچه اثر کمبود بور بر عملکرد دانۀ گیاه کلزا در شرایط مزرعه‌ای بررسی شده است (Stangoulis et al., 2000)، تاکنون مطالعۀ منتشرشده‌ای در زمینۀ نقش بور در گل‌دهی و تشکیل دانۀ بسیاری از گیاهان ازجمله کلزا در شرایط آزمایشگاهی انجام نشده و همچنین اثر کمبود این عنصر بر فتوسنتز و متابولیسم فنل‌ها در این گیاه بررسی نشده است. مطالعۀ حاضر در شرایط کنترل‌شدۀ آزمایشگاهی و با هدف بررسی فیزیولوژیک آثار کمبود بور در گیاه کلزا طی دو مرحلۀ رویشی و گل‌دهی انجام شد؛ علاوه‌بر گل‌دهی و تشکیل دانه، تولید مادۀ خشک و فتوسنتز از دو دیدگاه فتوشیمی برگ و تبادل گاز، انباشتگی فراورده‌های فتوسنتزی و ترکیبات فنلی نیز طی نمو رویشی مطالعه شدند. مواد و روش‌ها کشت گیاهان و اِعمال تیمارها:بذر گیاه کلزا (Brassica napus L. cv. RGS.) از مرکز تحقیقات دانه‌های روغنی وزارت جهاد کشاورزی تهیه شد. بذرها به‌مدت 5 تا 7 دقیقه با هیپوکلریت‌سدیم تجاری 5 درصد ضدعفونی و سپس با آب مقطر شستشو شدند. بذرهای ضدعفونی‌شده بر بستر پرلیت مرطوب و در تاریکی قرار داده شدند تا جوانه بزنند. پساز هفت روز، 8 عدد دانه‌رست یکنواخت به تشتک‌های هشت‌لیتری حاوی پرلیت شسته‌شده منتقل (در چهار تکرار) و با محلول غذایی هوگلند (Johnson et al., 1957) با اسیدیتۀ 6 یا آب مقطر آبیاری شدند. مجموع حجم محلول غذایی استفاده‌شده طی یک هفته به‌ازای هر تشتک برابر 600 میلی‌لیتر بود که در نیمۀ دوم دورۀ رشد به 700 میلی‌لیتر افزایش یافت. تشتک‌ها هر روز وزن می‌شدند و مقداری آب یا محلول غذایی در حد ظرفیت مزرعه‌ای به تشتک‌ها افزوده می‌شد. از زمان انتقال دانه‌رست‌ها به تشتک‌ها، دو سطح از تیمار بور اعمال شد. گیاهان شاهد با مقدار کافی بور (25 میکرومولار H3BO3 مطابق فرمول محلول غذایی هوگلند) تغذیه و گیاهان دچار کمبود با محلول غذایی بدون بور تیمار شدند. باتوجهبه اینکه در آزمایش‌های اولیه، نشانه‌های کمبود بور به‌سختی در گیاهان تغذیه‌شده با محلول بدون بور مشاهده شده بود، در آزمایش‌های گزارش‌شده در بررسی حاضر، ناخالصی بور با قرار‌دادن رزین مخصوص (IRA 743, Fluka) در محلول غذایی و آب آبیاری به‌مدت 24 ساعت تا حد ممکن کاهش داده شد (Asad et al., 1997). گیاهان در اتاق رشد با شرایط دمایی 17 تا 25 درجۀ سانتی‌گراد، رطوبت نسبی 70 تا 80 درصد و دورۀ نوری 17 ساعت روشنایی و 7 ساعت تاریکی نگهداری شدند. در بررسی حاضر، دو آزمایش یکسان با دورۀ رشد متفاوت انجام شد: در آزمایش اول، گیاهان در دورۀ رشد رویشی بررسی شدند و به‌مدت یک ماه (با احتساب زمان از آغاز جوانه‌زنی) کشت و سپس برداشت شدند و علاوه‌بر وزن گیاهان، فتوسنتز و مقدار تعدادی از متابولیت‌ها بررسی شد. در آزمایش دوم، گیاهان با هدف بررسی مرحلۀ رشد زایشی کشت شدند و دورۀ رشد آنها شش ماه بود و سپس برداشت شدند. طی برداشت، اندام هوایی و ریشه از یکدیگر جدا شدند و نمونه‌ها به‌مدت 48 ساعت در دمای 70 درجۀ سانتی‌گراد خشک شدند و سپس وزن آنها تعیین شد. به‌منظور اندازه‌گیـری عنصر بور، ابتدا هیدروکسیدکلسیم اشباع روی نمونه‌ها ریخته شد و نمونه‌ها زیر هود با دمای 55 درجۀ سانتی‌گراد به‌مدت یک ساعت حرارت داده شدند تا خشک شوند؛ سپس نمونه‌ها به‌مدت 8 ساعت در کورۀ الکتریکـی با دمای 500 درجۀ سانتی‌گراد قرار داده شدند تا خاکستر شوند. پساز انحلال در هیدروکلـریک‌اسید و به‌حجم‌رساندن نمونه‌ها با آب مقطر، مقدار بور در نمونه‌ها به روش آزومتین H و با استفاده از اسپکتروفتومتر تعیین شد (Lohse, 1982). سنجش شاخص‌های فلوئورسانس کلروفیل و تبادل گاز روی سومین برگ جوان و پیش از برداشت و توزین گیاهان انجام شد و سنجش رنگیزه‌ها و متابولیت‌ها روی نمونه‌های تازه‌برداشت‌شده یا نگهداری‌شده در ازت مایع انجام شد.
سنجش شاخص‌های فلوئورسانس کلروفیل:دستگاه فلوئورسانس‌سنج (OPTI-SCIENCES, ADC, UK) برای تعیین فلوئورسانس کلروفیل استفاده شد. شاخص‌های فلوئورسانس کلروفیل در برگ‌های سازش‌یافته با تاریکی شامل F0 (فلوئورسانس پایه) و Fm (فلوئورسانس بیشینه) و در برگ‌های سازش‌یافته با روشنایی شامل Ft (شدت فلوئورسانس پایه) و Fms (شدت فلوئورسانس بیشینه) اندازه‌گیری شدند؛ سپس محاسبه‌های لازم برای به‌دست‌آوردن سایر شاخص‌ها ازجمله کارایی بیشینۀ فتوشیمیایی فتوسیستم II (Fv/Fm)، نسبت فلوئورسانس متغیر به پایه (Fv/F0)، ظرفیت انگیختگی فتوسیستمII (F′v/F′m)، خاموش‌شدگی فتوشیمیایی (qP) و غیرفتوشیمیایی (qNP)، عملکرد کوآنتومی فتوسیستم II (PSIIФ) و سرعت انتقال الکترون (ETR) انجام شدند (Oxborough, 2004). سنجششاخص‌های تبادل گاز:به‌منظور اندازه‌گیری فتوسنتز از دستگاه اندازه‌گیری تبادلات گازی فتوسنتزی (LCA4, ADC, UK) استفاده شد. شاخص‌های اندازه‌گیری‌شده شامل شدت فتوسنتز (A) بر حسب میکرومول بر مترمربع بر ثانیه، تعرق (E) بر حسب میلی‌مول بر مترمربع بر ثانیه و هدایت روزنه‌ای (gs) بر حسب میلی‌مول بر مترمربع بر ثانیه بودند. سنجش رنگیزه‌ها:به‌منظور سنجش مقدار رنگیزه‌ها، نمونه‌های گیاهی با آب دوبار‌تقطیر شستشو و روی کاغذ صافی خشک شدند. پساز اندازه‌گیری وزن تر (تقریباً 200 میلی‌گرم)، نمونه‌ها درون ورقۀ آلومینیومی قرار گرفتند و تا زمان سنجش در ازت مایع نگهداری شدند. استخراج مادۀ مدنظر با استفاده از حلال مربوطه روی یخ و با هاون چینی سرد انجام شد. پساز 24 ساعت استخراج در استن 100 درصد، جذب در طول موج‌های 470، 645 و 662 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری و غلظت کلروفیل a، b و کاروتنوئیدها طبق روابط زیر محاسبه شد (Lichtenthaler and Wellburn, 1985). Chlorophyll a (mg/g) = Ca = 11.75 A662 – 2.350 A645 Chlorophyll b (mg/g) = Cb = 18.61 A645 – 3.960 A662 Caroten (mg/g) = Cx+c = 1000 A470 + 2.270 Ca– 81.4Cb/227 در این روابط، A: میزان جذب در طول موج‌های 662، 645 و 670، Cx+c: کاروتنوئید، Ca: کلروفیل a و Cb: کلروفیل b است. به‌منظور سنجش آنتوسیانین، عصارۀ حاصل از استخراج در حلال متانول/هیدروکلریک‌اسید 2:98 (حجمی-حجمی) به‌مدت 20 دقیقه در g1000 سانتریفیوژ شد. مقدار 5/0 میلـی‌لیتر از محلـول روشناور با 5/49 میلـی‌لیتر از بافـر یک میلی‌مولار MES با اسیدیته‌های 1 و 5/4 در بالن ژوژه‌های 50 میلـی‌لیتری ریخته شد و پساز 30 دقیقه، جذب در 510 نانومتر اندازه‌گیری شد. مقدار آنتوسیانیـن بر اساس میلی‌گرم سیانیدین 3 گلوکوزید بر گرم وزن ترگزارش شد(Plessi et al., 2007). سنجش ترکیبات فنلی:سنجش فنل‌ها با استفاده از معرف فولـین سیوکالتو (Folin-Ciocalteu) در طول موج 760 نانومتر انجام شد. به‌منظور تهیۀ محلول‌های استاندارد از غلظت‌های مشخص گالیک‌اسید (صفر تا 12 میکرومولار) استفاده شد و نتایج بر حسب میلی‌گرم گالیک‌اسید بر گرم وزن تر گزارش شدند (Plessi et al., 2007). به‌منظور تفکیک فنل‌های سیتوسلی از فنل‌های متصل به دیواره از روش Solecka و همکاران (1999) استفاده شد. فنل‌های آزاد سیتوسلی پساز استخراج در متانول 70 درصد و سانتریفیوژکردن روشناور به روش فولین سیوکالتو سنجش شدند. در رسوب حاصل، فنل‌های متصل به دیواره ابتدا با اگزالات‌آمونیوم 20 میلی‌مولار به‌مدت 3 ساعت در دمای 70 درجۀ سانتی‌گراد و سپس با استفاده از سود 2 مولار به‌مدت 24 ساعت و در تاریکی از دیواره آزاد شدند. روشناورهای حاصل از دو مرحله باهم مخلوط و به حجم رسانده شدند و ترکیبات فنلی یادشده دوباره با روش فولین سیوکالتو سنجش شدند (Solecka et al.,1999). وسنجش فعالیت آنزیم‌ها و مقدار پروتئین کل:به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز (PAL, EC 4.3.1.5)، نمونه‌های گیاهی در بافر استخراج شامل بافر بورات (10 میلی‌مولار، اسیدیتۀ 7) و 1/0 گرم پلی‌وینیل‌پیرولیدون و 2- مرکاپتواتانول (4/1 میلی‌مولار) در دمای یخ آسیاب و سپس سانتریفیوژ شدند. به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم در عصارۀ گیاه، بافر بورات (اسیدیتۀ 8/8) حاوی L- فنیل‌آلانین (12 میلی‌مولار) اضافه شد و پساز قرار‌دادن در حمام آب گرم به‌مدت 30 دقیقه، فعالیت آنزیم با تشکیل سینامیک‌اسید سنجش شد. فعالیت آنزیم باتوجهبه تغییر جذب در طول موج 290 نانومتر و با استفاده از ضریب خاموشی سینامیک‌اسید و بر حسب نانومول ترانس سینامیک‌اسید بر میلی‌گرم پروتئین بر دقیقه محاسبه شد (Dickerson et al., 1984). به‌منظور سنجش فعالیت آنزیم پلیفنلاکسیداز (PPO, EC 1.14.18.1)، نمونه‌های گیاهی در بافر فسفات (200 میلی‌مولار، اسیدیتۀ 5/6) و در دمای یخ آسیاب و سپس سانتریفیوژ شدند. بافر فسفات حاوی 10 میلی‌مولار پیروگالل به‌مدت 15 دقیقه در حمام آب با دمای 30 درجۀ سانتی‌گراد قرار گرفت و سپس عصارۀ آنزیم به محلول واکنشی گرم اضافه شد. تغییر جذب به‌مدت 2 دقیقه در طول موج 334 نانومتر دنبال و فعالیت آنزیم با محاسبۀ تغییر جذب طی یک دقیقه گزارش شد (Singh et al., 1999). پروتئین کل به روش Bradford و با استفاده از سرم آلبومین گاوی (Merck) برای استاندارد و معرف تجاری برادفورد (Sigma) سنجش شد (Bradford, 1976). سنجش قندهای محلول و نشاسته:به‌منظور استخراج عصارۀ گیاهی برای سنجش کربوهیدرات‌ها از بافر فسفات‌پتاسیم 100 میلی‌مولار (اسیدیتۀ 5/7) استفاده شد. محلول روشناور برای سنجش قند محلول کل با استفاده از معرف آنترون سولفوریک و رسوب حاصل برای سنجش نشاسته با استفاده از معرف یدین- HCl استفاده شد. رسوب حاصل در دی‌متیل‌سولفوکسید و هیدروکلریک‌اسید 8 نرمال (1:4 حجمی-حجمی) حل و به‌مدت 15 دقیقه در g12000 سانتریفیوژ شد. معرف یدین، عصارۀ گیاهی و آب مقطر به نسبت 1:1:5 در کووت شیشه‌ای ریخته شدند و پساز 15 دقیقه در دمای اتاق، جذب نمونه‌ها در 600 نانومتر اندازه‌گیری شد و نتایج بر حسب میلیگرمبرگرم وزن تر ارائه شدند. به‌منظور تهیۀ محلول‌های استاندارد از غلظت‌های صفر تا 10 میلی‌گرم نشاسته استفاده شد. به‌منظور سنجش قند محلول کل از معرف آنترون سولفوریک استفاده شد. معرف آنترون سولفوریک و عصارۀ گیاهی به نسبت 5:1 در لوله‌های آزمایش شیشه‌ای ریخته شدند و به‌مدت 10 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 100 درجۀ سانتی‌گراد قرار داده شدند؛ پساز سردشدن، جذب در 650 نانومتر اندازه‌گیری شد. به‌منظور تهیۀ محلول‌های استاندارد از غلظت‌های صفر تا 18 میلی‌گرم گلوکز استفاده شد و نتایج بر حسب میکروگرم اکی‌والان گلوکز بر گرم وزن تر بیان شدند (Magné et al., 2006). بررسی رشد زایشی:پساز آغاز رشد زایشی، تعداد برگ، میوه، گل‌های تشکیل‌شده و ریخته‌شده و طول میوه در گل‌آذین‌ها به‌طور روزانه ثبت شد. شش ماه پساز کشت، گیاهان برداشت شدند و تعداد و وزن میوه‌های هر گیاه و دانه‌های هر میوه تعیین شد؛ سپس تعداد بذرهای سالم و معیوب ثبت و وزن هزاردانه اندازه‌گیری شد. جوانه‌زنی دانه‌های گرده:دانه‌های گرده بین ساعت‌های 8 تا 9 صبح برداشت و به‌مدت دو ساعت در رطوبت 100 درصد قرار داده شدند و سپس به درون لولۀ آزمایش حاوی محیط‌کشت متشکل از ساکارز (20 درصد وزنی-حجمی)، کلریدکلسیم (3 میلی‌مولار)، نیترات‌پتاسیم (31 میلی‌مولار)، بوریک‌اسید (16/0 میلی‌مولار)، تریس (66/0 میلی‌مولار) (اسیدیتۀ 8) ریخته شدند. دانه‌های گرده به‌مدت یک ساعت روی شیکر با زاویۀ 35 درجه و سرعت 20 دوردردقیقه تکان داده شدند و سپس 5 میکرولیتر از محلول برداشته و رویش دانه‌های گرده با میکروسکوپ نوری بررسی و با دوربین دیجیتال (Moticam 2000.2.0M Pixel USB 2.0) عکس‌برداری شد. جوانه‌زنی به درصد و بر پایۀ تولید لولۀ گرده در هر 100 دانۀ گردۀ انتخاب‌شده به‌طور تصادفی در هر تیمار محاسبه و طول لولۀ گرده 24 ساعت پساز کشت اندازه‌گیری شد و برای هر تیمار، طول 20 لولۀ گرده بر حسب میکرومتر اندازه‌گیری شد (Sheoran et al., 2009). تهیۀ برش‌های میکروتومی از گل: گل‌ها در مراحل مختلف نموی (از جام نهفته در کاسۀ گل تا گل بالغ با جام مشخص) جمع‌آوری و در محلول مربوطه متشکل از اتانول 70 درصد، استیک‌اسید خالص و فرم‌آلدئید به‌ترتیب به نسبت 5:5:90 (90 الکل) تثبیت شدند. پساز آب‌گیری در درجه‌های رو به افزایش الکل، در مخلوط‌های رو به افزایش الکل- تولوئن، تولوئن- پارافین و پارافین خالص قرار گرفتند و بلوک‌های پارافینی تهیه شدند. برش‌گیری نمونه‌ها با میکروتوم چرخان با ضخامت 8 تا 12 میکرومتر انجام و برش‌های حاصل پساز پارافین‌زدایی، به کمک هماتوکسیلین و ائوزین الکلی رنگ‌آمیزی شدند. نمونه‌های مناسب با دوربین دیجیتال (Canon) عکس‌برداری و مطالعه شدند (Rezanejad, 2007). طرح آزمایشی و تجزیۀ داده‌ها:آزمایش در طرح بلوک‌های کامل تصادفی با دو سطح تیمار بور و چهار تکرار اجرا شد. تجزیه‌وتحلیل داده‌ها با نرم‌افزار سیگما استات (نسخۀ 02/3) و با استفاده از آزمون توکی در سطح 5 درصد انجام شد.
نتایج در پژوهش حاضر، نخستین نشانۀ کمبود بور به‌شکل کاهش طول ریشه دیده شد و پساز مدتی، ریشه‌ها به رنگ قهوه‌ای روشن درآمدند. در اندام هوایی، نشانه‌های کمبود ابتدا در برگ‌های جوان مشاهده شدند؛ به‌طوری‌که برگ‌ها نسبت به گیاهان شاهد کوچک‌تر بودند و رنگ پهنک برگ‌ها تیره‌تر بود. پساز مدتی، حالت پیچ‌خوردگی در برگ‌های جوان ایجاد شد و به‌تدریج توسعه یافت و در حالت‌های پیشرفتۀ کمبود، پهنک به‌سمت پشت برگ پیچ خورد و برگ‌ها شکل فنجانی پیدا کردند؛ همچنین پهنک برگ ضخیم‌تر شد و آوندها از سطح پهنک برجستگی پیدا کردند. برگ‌های پیر کلروزه شدند، دمبرگ‌ها و ساقه کوتاه و قطور شدند و حالت شکننده پیدا کردند (شکل 1). پساز تشکیل ساقۀ گل‌دهنده، طول میانگره در گیاهان دچار کمبود بور به‌مراتب کوتاه‌تر بود. در گیاهانی که طی دورۀ رویشی و به‌مدت چهار هفته بررسی شدند، کمبود بور سبب کاهش معنادار وزن خشک اندام هوایی و ریشه شد. غلظت بور در اندام هوایی گیاهان رشدیافته در فقدان بور به‌طور معنادار کاهش یافت (شکل 2). در اثر کمبود بور، مقدار رنگیزه‌های برگ تغییر یافت؛ به‌این‌ترتیب که غلظت کلروفیل a به‌طور معناداری کاهش یافت، اما غلظت کلروفیل b تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفت. غلظت کاروتنوئیدها و آنتوسیانین برگ‌ها در اثر کمبود بور کاهش یافت، ولی تغییری در مقدار فلاونوئیدهای برگ گیاهان دستخوش کمبود بور مشاهده نشد (جدول 1). از میان شاخص‌های فلوئورسانس کلروفیل، تنها کارایی بیشینۀ فتوشیمیایی فتوسیستم II در شرایط کمبود بور کاهش یافت و سایر شاخص‌ها تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفتند (جدول 2). تمام شاخص‌های تبادل گاز برگ‌ها تحت‌تأثیر کمبود بور به‌طور معناداری کاهش یافتند. کاهش سرعت تثبیت خالص دی‌اکسید‌کربن و تعرق با کاهش درخور توجه هدایت روزنه‌ای برگ‌ها همراه بود (شکل 3).
شکل 1- A و B. اثر کمبود بور روی رشد رویشی ریشه و شاخساره در دانه‌رست‌های کلزا که به‌مدت یک ماه در شرایط آزمایشگاهی رشد کرده بودند، A. مقایسۀ رشد اندام هوایی و ریشه در گیاهان تغذیه‌شده با بور کافی (+B) و دچار کمبود بور (–B)، B. نشانه‌های کمبود بور شامل پیچ‌خوردگی برگ‌های جوان و کلروز برگ‌های پیر شکل 2- وزن خشک اندام هوایی و ریشه و غلظت بور در این دو اندام در گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
جدول 1- غلظت رنگیزه‌های مختلف برگ در گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
جدول 2- مقدار شاخص‌های مختلف فلوئورسانس کلروفیل شاملکارایی بیشینۀ فتوشیمیایی فتوسیستم II (Fv/Fm)٬ نسبت فلوئورسانس متغیر به فلوئورسانس پایه (Fv/F0)، ظرفیت برانگیختگی فتوسیستمII (Fv/Fm)٬ خاموش‌شدگی فتوشیمیایی (qP) و غیرفتوشیمیایی (qNP)٬ عملکرد کوآنتومی فتوسیستم II (PSIIФ) و میزان انتقال الکترون (ETR) در گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
شکل 3- سرعت فتوسنتز (تثبیت خالص دی‌اکسید‌کربن بر حسب میکرومول بر مترمریع بر ثانیه)، تعرق (میلی‌مول بر مترمربع بر ثانیه) و هدایت روزنه‌ای (میلی‌مول بر مترمربع بر ثانیه) در برگ‌های گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
غلظت قندهای محلول در هر دو اندام هوایی و ریشه در اثر کمبود بور کاهش یافت، ولی مقدار نشاسته در این شرایط تغییری نداشت (جدول 3). غلظت ترکیبات فنلی برگ در بخشیزۀ سیتوسلی و محلول تحت‌تأثیر کمبود بور به‌طور معناداری افزایش یافت، ولی بخشیزۀ فنل‌های متصل به دیواره تغییری نشان نداد. در شرایط کمبود بور، هیچ‌کدام از دو بخشیزۀ فنلی ریشه تغییر معناداری نشان نداد (شکل 4). فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز برگ در شرایط کمبود بور افزایش یافت، ولی فعالیت این آنزیم در ریشه تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفت؛ ضمن اینکه مقدار پایه‌ای فعالیت این آنزیم در ریشه‌ها به‌مراتب کمتر از برگ‌ها بود. فعالیت پلیفنلاکسیداز در هیچ‌کدام از دو اندام گیاه تحت‌تأثیرکمبود بور قرار نگرفت، ولی مقدار پایه‌ای فعالیت این آنزیم در ریشه‌ها به‌مراتب بیشتر از مقدار آن در برگ‌ها بود (شکل 5). کمبود بور در گیاهانی که به‌مدت شش ماه تا رسیدن به مرحلۀ گل‌دهی و تشکیل میوه و دانه بررسی شدند (مشابه آنچه در بررسی دورۀ رویشی گیاهان دیده شد)، کاهش معنادار وزن خشک اندام هوایی را در پی داشت، اما تعداد برگ‌ها تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفت (جدول 4). تعدادی از ویژگی‌های دورۀ زایشی گیاه ازجمله تعداد گل‌ها، درصد ریزش میوه و وزن دانه‌ها به‌ازای پایۀ گیاه تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفتند؛ باوجوداین، تعداد دیگری از شاخص‌ها ازجمله سرعت رشد خورجین، طول نهایی خورجین، وزن نهایی خورجینها و وزن هزار دانه تحت‌تأثیر وضعیت تغذیه‌ای بور قرار گرفتند و مقدار آنها در گیاهان دچار کمبود بور به‌طور معناداری کمتر بود. در گیاهان دارای کمبود بور، درصد ریزش گل بیشتر بود (جدول 4). کمبود بور موجب کاهش معنادار رویش و طول لولۀ گرده شد (جدول 5).
جدول 3- مقدار قند محلول و نشاسته در گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
شکل 4- غلظت ترکیبات فنلی (میلی‌گرم گالیک‌اسید بر گرم وزن تر) محلول سیتوسلی و متصل به دیواره در گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
شکل 5- فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز (میکرومول ترانس سینامیک‌اسید بر گرم وزن تر بر 30 دقیقه) و پلیفنلاکسیداز (تغییرات جذب بر گرم وزن تر بر دقیقه) در گیاه کلزایی که به‌مدت یک ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی واجد 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است. جدول 4- اثر کمبود بور بر شاخص‌های مختلف رشد و ویژگی‌های مرحلۀ گل‌دهی در گیاه کلزایی که به‌مدت شش ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
جدول 5- درصد تندش (رویش) و طول لولۀ گرده در گیاه کلزایی که به‌مدت شش ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) یا بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. مقادیر، میانگین 4 تکرار±SD است. حروف یکسان بیانگر نبود اختلاف معنادار با استفاده از آزمون توکی در سطح P<0.05 است.
در گیاهان دچار کمبود بور، گل‌آذین‌ها خمیده شدند و گل‌های انتهایی زودتر از گل‌های پایینی به خورجین تبدیل شدند و در برخی نمونه‌ها، سه خورجین به‌جای یک خورجین در یک گره تشکیل شد. در گیاهان دچار کمبود بور، بدشکلی میوه‌ها مشاهده شد و میوه‌ها کوتاه و خمیده بودند؛ همچنین تعداد دانه‌ها کاهش یافت و شکل غیرعادی داشتند (شکل 6). کمبود بور موجب کاهش رویش و ایجاد تورم، ترکیدگی و خروج محتویات از نوک لوله‌های گردۀ درحال رویش و رشد شد (شکل 7). مطالعه‌های تشریحی و نموی بساک نشان دادند در مراحل اولیۀ نمو بساک، بافت هاگ‌زا یا سلول‌های اسپوروژن به‌طور توده‌های سلولی متراکم با رنگ‌پذیری زیاد در چهار گوشۀ بساک دیده می‌شوند و اطراف آنها را لایه‌های دیواره‌ای تقریباً بدون تمایز شامل اپیدرم، لایۀ مکانیکی، لایۀ گذر و لایۀ تغذیه‌ای یا تاپی (در لایۀ تاپی، آثاری از آغاز فعالیت و رنگ‌پذیری دیده می‌شود) احاطه کرده‌اند؛ در این مراحل، تفاوت آشکاری در گیاهان دارای تغذیۀ مناسب بور و بدون آن دیده نشد (شکل 8، A و B و شکل 9، A). در گیاهان دستخوش کمبود بور دیده شد در مرحلۀ تقسیم سلول‌های مادر گرده (میکروسپور) و تشکیل تتراد میکروسپور، دیواره‌های بساک فشرده هستند و تمایز کافی ندارند و درنتیجه، به‌سهولت تشخیص داده می‌شوند (شکل 9، B و C). در شرایط کفایت بور مشاهده شد لایۀ مغذی در مرحلۀ میکروسپور آزاد تجزیه نمی‌شود و تا مراحل آخر میکروسپورزایی حضور فعال دارد (شکل 8، E)؛ اما در شرایط کمبود بور، لایۀ مغذی در مرحلۀ میکروسپورآزاد به‌طور تحلیل‌رفته و با سلول‌های کاملاً تخریب‌شده دیده می‌شود (شکل 9، D و E).
شکل 6- اثر بور روی ساختار گل‌آذین و میوه در گیاه کلزا؛ A و B. ساختار گل‌آذین و میوه در شرایط تغذیۀ مناسب بور، C-F. ساختار گل‌آذین و میوه در شرایط کمبود بور، خمیدگی گل‌آذین و میوه، زودرس‌بودن گل‌های انتهایی و میوه‌های کوتاه و بی‌نظمی در ترتیب تشکیل میوه
شکل 7- رویش گرده در گیاه کلزا؛ A و B. شکل لولۀ گرده در شرایط تغذیۀ مناسب بور، C و D. شکل لولۀ گرده در شرایط کمبود بور (لولۀ گرده کوتاه و دارای تورم رأسی است و ترکیدگی و خروج محتویات لولۀ گرده مشاهده می‌شود)
شکل 8- A-F. مراحل نموی بساک در گیاه کلزایی که به‌مدت شش ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی حاوی 25 میکرومولار بور (تغذیۀ کافی) رشد داده شد. A و B. مرحلۀ بافت اسپوروژن (به‌ترتیب با بزرگ‌نمایی 40× و 10×)، C و D. تقسیم میوزی سلول‌های مادر گرده و تشکیل تتراد میکروسپور (به‌ترتیب با بزرگ‌نمایی 40× و 100×)، E. کیسۀ گرده در مرحلۀ میکروسپورهای آزاد (بزرگ‌نمایی 100×)، F. بساک پساز شکوفایی کامل کیسۀ گرده (بزرگ‌نمایی 40×) (پیکان سیاه، محل شکوفایی بساک است)، Pmc= سلول‌های مادر میکروسپور، sp= بافت اسپوروژن، te= تتراد میکروسپور، ep= اپیدرم، en= لایۀ مکانیکی، m= لایۀ میانی
شکل 9- مراحل نموی بساک در گیاه کلزایی که به‌مدت شش ماه در شرایط اتاق رشد و در بستر پرلیت و آبیاری با محلول غذایی بدون بور (کمبود بور) رشد داده شد. A. مرحلۀ بافت اسپوروژن در بساک (بزرگ‌نمایی 40×)، B و C. مرحلۀ تقسیم سلول‌های مادر میکروسپور و تشکیل تتراد میکروسپور (بزرگ‌نمایی 100×)، D و E. مرحلۀ بلوغ دانۀ گرده (به‌ترتیب بزرگ‌نمایی 40× و 100×)، F. مرحلۀ رهایی دانۀ گرده (بزرگ‌نمایی 40×) (پیکان، محل شکافتگی کیسۀ گرده را نشان می‌دهد)
طی نمو گل در شرایط کمبود بور، تمایز لایۀ اپیدرمی گلبرگ‌ها به‌شکل اپیدرم ترشحی دیده نشد، همچنین سلول‌های میانی گلبرگ به‌طور فشرده و با رشد کم دیده شدند؛ درحالی‌که در شرایط کفایت بور، سلول‌های اپیدرمی با رشد درخور توجه به‌شکل اپیدرم ترشحی سازمان یافتند و سلول‌های میانی رشد کردند و فضای بین‌سلولی درخور توجهی داشتند (شکل 10). مطالعۀ ساختار دانه‌های گرده با میکروسکوپ الکترونی نگاره نشان داد دانه‌های گرده در هر دو تیمار، کشیده (prolate)، دارای تزیینات شبکه‌ای و شکاف‌دار هستند (شکل 11).
شکل 10- ساختار گلبرگ‌ها در مرحلۀ میکروسپور آزاد در گیاه کلزا؛ A. ساختار گلبرگ در شرایط تغذیۀ مناسب بور (رشد درخور توجه سلول‌های میانی گلبرگ و نیز تشکیل اپیدرم ترشحی در شرایط مناسب بور دیده می‌شود و پیکان، اپیدرم ترشحی را نشان می‌دهد)، B. ساختار گلبرگ در شرایط کمبود بور (بزرگ‌نمایی 100×)
شکل 11- ساختار دانه‌های گرده با میکروسکوپ الکترونی نگاره در گیاه کلزا؛ A و B. ساختار دانۀ گرده در شرایط تغذیۀ مناسب بور (به‌ترتیب با بزرگ‌نمایی 1000× و 2800×)، C و D. ساختار دانۀ گرده در شرایط کمبود بور(به‌ترتیب با بزرگ‌نمایی 1000× و 2900×) (دانه‌های گرده دارای تزیینات شبکه‌ای و شکاف‌دار هستند)
بحث وزن خشک اندام هوایی و ریشه در اثر کمبود بور به‌شدت کاهش یافت؛ به‌طوری‌که این کاهش در اندام هوایی 55 درصد بود و در ریشه به 84 درصد رسید. در شرایط کمبود بور، کاهش گسترش سلول‌ها و کاهش تقسیم سلولی سبب اختلال در رشد گیاهان می‌شود (Brown et al., 2002). کاهش وزن خشک ریشه و اندام هوایی در تعداد زیادی از گونه‌های گیاهی گزارش شده است (Alves et al., 2006). کمبود بور سبب کاهش گسترش سلول (Kocábek et al., 2009) و تقسیم سلولی (Oliveira et al., 2006) در شرایط کشت بافت و گیاه کامل می‌شود. نقش بور در گسترش سلولی به نقش ساختمانی این عنصر در دیوارۀ سلولی مربوط است. بور یکی از اجزای ساختاری ترکیبات زمینۀ دیواره از گروه رامنوگالاکتورونان‌هاست و کمبور بور موجب اختلال در تشکیل دیواره می‌شود (O’Neil et al., 2004). در سلول‌های گیاهی، دیواره نقشی فراتر از حفاظت فیزیکی سلول‌ها دارد و هر نوع تغییر در بیوسنتز آن سبب اختلال در تقسیم، گسترش و متابولیسم عادی سلول می‌شود (Camacho-Cristóbal et al., 2008). کمبود بور سبب کاهش بیان ژن چندین آنزیم مهم مستقر در دیواره و مسئول گسترش سلول ازجمله آنزیم‌های پکتین‌متیل‌استراز، پلی‌گالاکتوروناز و گزیلوگلوکان‌اندوترانس‌گلیکوزیلاز و نیز پروتئین اکسپانسین می‌شود (Camacho-Cristóbal et al., 2008)؛ همچنین در اثر کمبود بور، تقسیم سلولی در مریستم‌ها مختل می‌شود و برگ‌های تشکیل‌یافته به‌طور کافی گسترش نمی‌یابند (Oliveira et al., 2006). در بررسی حاضر، گیاهان دارای کمبود بور برگ‌های کوچک‌تر و پیچ‌خورده داشتند که اختلال در تقسیم و گسترش سلولی را نشان می‌دهد. در پژوهش حاضر، تیره‌رنگ‌بودن برگ‌های جوان نشان‌دهندۀ کاهش گسترش پهنک برگ و غلیظ‌شدن کلروفیل بود که در کمبود عناصری مانند فسفر نیز رایج است (Marschner, 2011). نشانه‌های کمبود بور یادشده درگونه‌های گیاهی دیگر نیز گزارش شده‌اند (Chatterjee et al., 2005)؛ باوجوداین، مقدار کلروفیل برگ‌ها در شرایط کمبود بور طی بررسی حاضر کاهش یافت. در بررسی حاضر، کاهش غلظت بور با کاهش رشد اندام هوایی گیاهان همراه بود و غلظت بور در برگ‌های گیاه کلزا تا 43 میکروگرم در گرم وزن خشک کاهش یافت. محدودۀ 20 تا 70 میکروگرم در گرم وزن خشک، حد بحرانی کمبود بور برای تعدادی از گیاهان دولپه‌ای رشدیافته در خاک گزارش شده است (Marschner, 2011). مطابق نتایج بررسی حاضر، از طریق محاسبه می‌توان نتیجه گرفت حد بحرانی کمبود بور در گیاه کلزا برابر 113 میکروگرم در گرم وزن خشک است و مقدار بیشتر به‌دست‌آمده در این بررسی در مقایسه با مقدار گزارش‌شده برای شرایط مزرعه‌ای در برخی گونه‌ها به شرایط متفاوت رشد و تفاوت بین گونه‌های مختلف مربوط است. برخلاف اندام هوایی، کمبود بور موجب کاهش غلظت (میکروگرم در گرم وزن خشک) این عنصر در ریشه نشد که می‌تواند به کاهش شدیدتر وزن خشک این اندام و اثر غلظت نسبت داده شود؛ درحقیقت، مقدار بور (میکروگرم به‌ازای گیاه) در ریشه‌ها از 22/4 در شرایط تغذیۀ کافی به 59/0 (86 درصد) در شرایط کمبود بور کاهش یافت که معادل کاهش مقدار بور اندام هوایی است که از 18/54 در شرایط تغذیۀ کافی به 99/7 (85 درصد) رسید. در شرایط کمبود بور، کلروفیل a کاهش معناداری نشان داد و نسبت کلروفیل a به کلروفیل b از 51/6 به 75/1 کاهش یافت. کلروفیل a نقش مرکزی در واکنش‌های فتوشیمیایی فتوسنتز دارد و کاهش نسبت کلروفیل a به کلروفیل b یکی از دلایل پدیدۀ بازدارندگی نوری است و می‌تواند یکی از علل کاهش معنادار کارایی بیشینۀ فتوشیمیایی فتوسیستم II (Fv/Fm) در بررسی حاضر محسوب شود. کاهش نسبت Fv/Fm نشان‌دهندۀ آسیب فتوسیستم II است که در کمبود عناصری مانند روی (Wang and Jin, 2005) نیز رایج است. گفته می‌شود تغییرات نسبت Fv/Fm، شاخص مناسبی برای نشان‌دادن تأثیر عملی تنش‌های محیطی مختلف مانند سرما و دمای زیاد یا کمبودهای تغذیه‌ای است (Adams and Demming-Adams, 2004)؛ همچنین کمبود بور موجب کاهش کاروتنوئیدها وآنتوسیانین‌های برگ شد که این امر یبب افزایش حساسیت برگ‌ها به آسیب‌های ناشی از فوتون‌های پرانرژی می‌شود (Baker and Bowyer, 1994) و یکی از دیگر دلایل کاهش نسبت Fv/Fm است. کمبود بور سبب کاهش گشودگی روزنه‌ها و درنتیجه، کاهش تعرق و تثبیت خالص دی‌اکسید‌کربن شد. کاهش فتوسنتز یکی از دلایل مهم کاهش تولید مادۀ خشک در گیاهان دارای کمبود بور است. تاکنون نقش بور در سازوکار گشودگی روزنه‌ها بررسی نشده است؛ باوجوداین، به نظر می‌رسد بور دارای نقش مستقیم یا غیرمستقیم در گشودگی روزنه‌هاست. مشاهده شده است کمبود بور موجب کاهش فعالیت تلمبۀ پروتون (Camacho-Cristóbal and González-Fontes, 2007) و سبب نشت یون‌های پتاسیم می‌شود (Cakmak and Römheld, 1997) که به نقش این عنصر در حفظ تمامیت غشاهای پلاسمایی مربوط است (Marschner, 2011)؛ بنابراین، کمبود بور علاوه‌بر کاهش فعالیت تلمبۀ پروتون و درنتیجه، کاهش ورود یون‌های پتاسیم که در ایجاد تورم و گشودگی نقش دارند، خروج یون‌های پتاسیم را تحریک می‌کند (Cakmak and Römheld 1997) و سبب کاهش گشودگی روزنه‌ها می‌شود. فرایندی مشابه فرایند یادشده در کمبود روی دیده شده است؛ به‌طوری‌که کمبود روی سبب افزایش نشت مواد از غشاها می‌شود و روزنه‌های گیاهان عمدتاً به حالت بسته باقی می‌مانند (Hajiboland and Amirazad, 2010). در گیاهان مختلف، کاهش فتوسنتز و فراورده‌های فتوسنتزی در اثر ممانعت از گشودگی روزنه‌ها در شرایط کمبود بور گزارش شده است (Zhao and Oosterhuis, 2002; 2003). در بررسی حاضر، کمبود بور با کاهش تثبیت دی‌اکسید‌کربن سبب کاهش غلظت قندهای غیرساختاری محلول و نامحلول در اندام هوایی شد و این کاهش می‌تواند دلیل کاهش تولید مادۀ خشک و رشد گیاه باشد؛ باوجوداین، کمبود بور اثری روی غلظت قندهای غیرساختاری در ریشه نداشت که نشان می‌دهد تخصیص قندها به ریشه تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفته است. یافته‌های پژوهش حاضر با نتایج گزارش‌شده دربارۀ آثار کمبود بور روی کربوهیدرات‌ها در تعدادی از گونه‌های گیاهی مطابقت ندارد. ارتباط بین بازدارندگی بازخوردی روی فتوسنتز و انباشتگی انواعی از کربوهیدرات‌ها به‌ویژه نشاسته که سبب کاهش فتوسنتز می‌شود، در پژوهش‌های پیشین گزارش شده است (Iglesias et al., 2002). Saboora و Behjati (2017) در گزارشی نشان دادند در ریشۀ شوگرگریز (sugar graze)، محتوای پلی‌ساکاریدها و قندهای احیاکننده در کمبود بور بیش از دو برابر افزایش می‌یابد. Cakmak و Romheld (1997) افزایش قندهای محلول در کمبود بور را در گزارشی تأیید کرده‌اند. در مطالعه‌های دیگر نیز مشاهده شده است در کمبود بور، غلظت قندهای محلول افزایش چندانی نشان نمی‌دهد (Camacho-Cristobal et al., 2004). در بررسی حاضر، کمبود بور سبب افزایش ترکیبات فنلی در بخشیزۀ محلول (سیتوسلی) برگ‌ها شد؛ اما مقدار فنل‌ها در بخشیزۀ متصل به دیواره تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفت. انباشتگی ترکیبات فنلی در شرایط کمبود بور در گیاهان مختلف گزارش شده است (Cakmak and Römheld, 1997)، ولی تاکنون تغییر مقدار ترکیبات فنلی در بخشیزه‌های مختلف سلول تحت‌تأثیر کمبود بور بررسی نشده است. برخلاف برگ‌ها، کمبود بور در ریشه تأثیری روی هیچ‌کدام از بخشیزه‌های فنلی نداشت. تأثیر متفاوت کمبود بور در برگ‌ها و ریشه احتمالاً از تأثیر‌پذیری متفاوت آنزیم‌های بیوسنتزی فنل‌ها و سازوکار متفاوت تأثیر کمبود بور بر ساختمان دیواره در دو اندام ناشی می‌شود. تاکنون مطالعه‌های منتشر‌شده دربارۀ تأثیر بور بر ساختمان دیواره به نتایج آزمایش روی دیوارۀ سلول‌های برگ مربوط بوده‌اند (Cakmak and Römheld, 1997) و لازم است بررسی‌های مقایسه‌ای با استفاده از مواد دیواره با منشأ برگ و ریشه (هر دو) انجام شوند. فعالیت آنزیم فنیلآلانینآمونیالیاز منحصراً در برگ‌ها تحت‌تأثیر کمبود بور افزایش یافت که توجیه‌کنندۀ افزایش ترکیبات فنلی محلول در این اندام است؛ برعکس، فعالیت آنزیم پلیفنلاکسیداز در هیچ‌کدام از دو اندام هوایی و ریشه تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفت، اما مقدار پایه‌ای فعالیت آن در ریشه به‌مراتب بیشتر از برگ‌ها بود. آنزیم پلیفنلاکسیداز عمدتاً در دیواره مستقر است و موجب تبدیل ترکیبات فنلی به کوئینون‌ها می‌شود که به‌نوبۀ خود سبب تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن به‌ویژه در نور شدید می‌شوند . در گونه‌ها و ارقام حساس به کمبود بور، افزایش بیشتری در فعالیت پلیفنلاکسیداز طی شرایط کمبود بور مشاهده می‌شود (Cakmak and Römheld, 1997)؛ باوجوداین، شواهد ارائه‌شده در بررسی حاضر دربارۀ آنزیم پلیفنلاکسیداز تأییدکنندۀ تحریک تولید ترکیبات فنلی فعال‌شونده با نور در شرایط کمبود بور نیست. کمبود بور سبب کاهش معنادار وزن خشک اندام هوایی، سرعت رشد خورجین، طول و وزن نهایی خورجینها و وزن هزار دانه و افزایش درصد ریزش گل در گیاهان شد. تعداد برگ‌ها، تعداد گل‌ها، درصد ریزش میوه و وزن دانه‌ها به‌ازای پایۀ گیاه تحت‌تأثیر کمبود بور قرار نگرفت. بیشترین اثر کمبود بور روی رشد میوه و پرشدگی دانه‌ها بود و به نظر می‌رسد کاهش فتوسنتز دارای اثر منفی بر رشد رویشی و تشکیل و نمو میوه‌هاست. پرشدگی دانه در گیاه کلزا به فراورده‌های فتوسنتزی و نیز پروتئین‌ها وابسته است (Hocking and Mason, 1993). کاهش فراورده‌های فتوسنتزی در بررسی حاضر و کاهش احیای نیترات و سنتز پروتئین در شرایط کمبود بور که در بررسی‌های دیگر نشان داده شده است (Ruiz et al., 1998)، نمو میوه‌ها و پرشدگی دانه را مختل می‌کند. کمبود بور سبب کاهش معنادار درصد تندش دانۀ گرده شد و احتمالاً کاهش تندش دانۀ گرده به‌علت کاهش پروتئین‌ها رخ می‌دهد (Bonilla et al., 1980; Sheoran et al., 2009). کمبود بور از طریق اثر بر متابولیسم پروتئین‌ها و کربوهیدرات‌ها و ترارسانی کلسیم و اختلال در تشکیل دیواره (Wang et al., 2003) سبب کاهش رویش گرده می‌شود؛ این یافته در گزارش‌های پیشین نیز اشاره شده است؛ به‌طوری‌که Wang و همکاران در سال 2003 نشان دادند در کمبود بور، کالوز و پکتین‌های اسیدی در نوک لولۀ گرده انباشته می‌شوند؛ بنابراین، بور نقش تنظیم‌کنندگی بر جوانه‌زنی دانۀ گرده و رشد لولۀ گرده دارد و کمبود آن سبب کاهش رویش و رشد لولۀ گرده می‌شود. کمبود بور سبب ایجاد گل‌آذین‌های خمیده و ایجاد بی‌نظمی در ترتیب تشکیل خورجین شد؛ همچنین گل‌های انتهایی زودتر از گل‌های پایینی به میوه تبدیل شدند. بی نظمی در ترتیب تشکیل میوه در یافته‌های Laaniste و همکاران)2004( نیز گزارش شده است. کمبود بور موجب ایجاد خورجین‌های بدشکل، کوتاه و پیچی‌شکل شد که دارای دانه‌های غیرطبیعی بودند و تعداد دانه در هر خورجین کم شد. نتایج مشابهی در یافته‌های پیشین گزارش شده‌اند و پژوهشگران نشان داده‌اند وقتی گیاهان در مراحل پایانی نمو میوه و دانه با کمبود بور مواجه شوند، میوه‌های غیرطبیعی تولید میکنند (Goldbach et al., 1990; Mahler, 1914; Sharma and Shukla, 2006; Pandey and Verma, 2017). کمبود بور سبب ایجاد تورم رأسی و سپس خروج محتویات لولۀ گردۀ درحال تشکیل شد که این یافته با نتاج قبلی در این زمینه مطابقت دارد (Wang et al., 2003). افزایش غلظت فنولیک‌ها در اثر کمبود بور سبب آسیب به ساختمان غشا و عملکرد سلولی می‌شود و تغییرات ساختمانی لولۀ گرده در کمبود بور، پیامد مستقیم افزایش فنولیک‌هاست (Afshari et al., 2008). طی مراحل نمو تخمک در گیاهان دارای کمبود بور، لایه‌های دیوارۀ کیسۀ گرده تمایز کافی نیافتند و به‌سهولت تشخیص داده نشدند و لایۀ مغذی دچار تجزیۀ زودرس شد و در مرحلۀ میکروسپور آزاد به‌طور تحلیل‌رفته و با سلول‌های کاملاً تخریب‌شده دیده شد. در شرایط عادی نمو کیسۀ گرده، لایۀ مغذی تا مراحل آخر میوز و میکروسپورزایی باقی می‌ماند (Murphy, 2006). در مطالعۀ حاضر، کمبود بور سبب تجزیۀ زودرس لایۀ مغذی و درنتیجه، اختلال در نمو دانۀ گرده شد. تجزیۀ لایۀ مغذی برای زیست‌‌پذیری دانۀ گرده مهم است و تجزیۀ زودرس یا دیررس آن سبب غیرعادی‌شدن گردۀ درحال تمایز و افزایش نقص گرده‌ای می‌شود که کاهش لقاح و محصول را در پی دارد (Majd et al., 2003; Melendi et al., 2008)؛ بنابراین، به نظر می‌رسد فعالیت و تجزیۀ به‌موقع لایۀ مغذی در تشکیل و قرارگرفتن تزیینات در دیوارۀ دانۀ گرده و شکل آن مؤثر است (Mahmoodzadeh and Bemani, 2008). تجزیۀ زودرس دیوارۀ بساک، انحطاط و شکل‌های غیرطبیعی دانه‌های گرده را ایجاد می‌کند و کاهش تعداد دانۀ گرده و ناهنجاری شکل و ساختار و کاهش رشد لولۀ گرده و کاهش زنده‌مانی دانۀ گرده به کاهش کیفیت محصول منجر می‌شود (Majd et al., 2003; Mahmoodzadeh and bemani, 2008; Pandey and Gupta, 2013; Gowhar, 2017).
جمع‌بندی داده‌های بررسی حاضر نشان دادند از مهم‌ترین آثار کمبود بور در دورۀ رشد رویشی، اختلال در نمو برگ‌ها و نیز کاهش فتوسنتز و فراورده‌های فتوسنتزی است. کمبود بور در دورۀ نمو زایشی سبب تغییر نموی بساک و دانۀ گرده و تغییر شکل ظاهری گل‌آذین و مانع نمو میوه‌ها و پرشدگی دانه می‌شود.
سپاسگزاری نویسندگان مقالۀ حاضر از دانشگاه تبریز برای حمایت‌های مالی و از دانشگاه کرمان برای فراهم‌کردن شرایط لازم برای تهیۀ تصاویر میکروسکوپی سپاسگزاری میکنند. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
References Adams, W. W. and Demmig-Adams, B. (2004) Chlorophyll fluorescence as a tool to monitor plant response to the environment. In: Chlorophyll a fluorescence: A Signature of photosynthesis (Eds. Papageorgiou, G. C. and Govindjee, C.) 583-604. Springer Verlag, Berlin. Adamska, E., Teresa-Taras, T., Kaczmarek, Z. and Szala, L. (2004) Multivariate approach to evaluating the fatty acid composition of seed oil in a doubled haploid population of winter oilseed rape (Brassica napus L.). Journal of Applied Genetics 45(4): 419-425. Afshari, H., Talaei, A., Panahi, B. and Hokmabadi, H. (2008) Morphological and tequalitative study of pistachio (pistacia vera L.) pollen grains and effect of different mperatures on pomological traits. Australian Journal of Crop Science 1(3): 108-114. Alves, M., Francisco, R., Martins, I. and Ricardo, C. P. P. (2006) Analysis of Lupinus albus leaf apoplastic proteins in response to boron deficiency. Plant Soil 279: 1-11. Asad, A., Bell, R. W., Dell, B. and Huang, L. (1997) Development of a boron buffered solution culture system for controlled studies of plant boron nutrition. Plant Soil 188: 21-32. Baker, N. R. and Bowyer, J. R. (1994) Photoinhibition of photosynthesis. From molecular mechanisms to the field. BIOS Scientific Publishers, Oxford. Bonilla, I., Cadahia, C. and Caprena, O. (1980) Effect of boron on nitrogen metabolism and sugar levels of sugar beet. Plant and Soil 57(1): 3-9. Bradford, M. M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitative titration of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72: 248-254. Brown, P. H., Bellaloui, N., Wimmer, M. A., Bassil, E. S., Ruiz, J., Hu, H., Pfeffer, H., Dannel, F. and Römheld, V. (2002) Boron in plant biology. Plant Biology 4: 205-223.
Cakmak, I. and Römheld, V. (1997) Boron deficiency-induced impairments of cellular functions in plants. Plant Soil 193: 71-83.
Camacho-Cristóbal, J. J. and González-Fontes, A. (2007) Boron deficiency decreases plasmalemma H+-ATPase expression and nitrate uptake, and promotes ammonium assimilation into asparagines in tobacco roots. Planta 226: 443-451.
Camacho-Cristóbal, J. J., Herrera-Rodríguez, M. B., Beato, V. M., Rexach, J., Navarro-Gochicoa, M. T., Maldonado, J. M. and González-Fontes, A. (2008) The expression of several cell wall-related genes in Arabidopsis roots is down-regulated under boron deficiency. Environmental and Experimental Botany 63: 351-358.
Chatterjee, C., Sinha, P. and Dube, B. K. (2005) Biochemical changes, yield, and quality of gram under boron stress. Soil Science and Plant Analysis 36: 1763-1771.
Dickerson, D. P., Pascholati, S. F., Hagerman, A. E., Butler, L. G. and Nicholson, R. L. (1984) Phenylalanine ammonia-lyase and hydroxycinnamate: CoA ligase in maize mesocotyls inoculated with Helminthosporium maydis or Helminthosporium carbonum. Physiological Plant Pathology 25: 111-123.
Goldbach, H. E., Hartmann, D. and Rotzer, T. (1990) Boron is required for stimulation the ferricyanide-induced poroton release by auxins in suspension-cultured cells of Daucus carota and Lycopersicon esculentum. Physiologia Plantarum 80(1): 114-118.
Gowhar, A. D. (2017) Impact of boron nutrition in fruit crops. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences 6(12): 4145-4155.
Hajiboland, R. and Amirazad, H. (2010) Drought tolerance in Zn-deficient red cabbage (Brassica oleracea L. var. capitata f. rubra) plant. Horticultural Sciences (Prague) 37: 88-98.
Hocking, P. J. and Mason, L. (1993) Accumulation, distribution and redistribution of dry matter and mineral nutrients in fruits of canola (oilseed rape), and the effects of nitrogen fertilizer and windrowing. Australian Journal of Agricultural Research 44: 1377-1388.
Iglesias, D. J., Lliso, L., Tadeo, F. R. and Talon, M. (2002) Regulation of photosynthesis through source: sink imbalance in citrus is mediated by carbohydrate content in leaves. Physiol. Plant 116: 563-72.
Iqbal, S., Farooq, M., Cheema, S. A. and Afzal, I. (2017) Boron seed priming improves the seedling emergence, growth, grain yield and grain biofortification of bread wheat. International Journal of Agriculture and Biology 19(1):177-182.
Johnson, C. M., Stout, P. R., Broyer, T. C. and Carlton, A. B. (1957) Comparative chloride requirements of different plant species. Plant Soil 8: 337-353.
Kocábek, T., Svoboda, Z., Al-Zwi, A. M., Rolfe, S. A. and Fellner, M. (2009) Boron-regulated hypocotyl elongation is affected in Arabidopsis mutants with defects in light signaling pathways. Environmental and Experimental Botany 67: 101-111.
Laaniste, P., Joudu, J. and Eremeev, V. (2004) Oil content of spring oilseed rape seeds according to fertilization. Agronomy Research 2(1): 83-86.
Lichtenthaler, H. K. and Wellburn, A. R. (1985) Determination of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf in different solvents. Biochemical Society Transactions 11: 591-592.
Lohse, G. (1982) Microanalytical azomethine-H method for boron determination in plant tissues. Communications in Soil Science and Plant Analysis 13: 127-134.
Magné, C., Saladin, G. and Clément, C. (2006) Transient effect of the herbicide flazasulfuron on carbohydrate physiology in Vitis vinifera. Chemosphere62: 650-657.
Mahler, R. (1914) Boron in Idaho. Soil Science 5: 12-81.
Mahmoodzadeh, H. and Bemani, M. (2008) Influence of Salinity at Early Stage of Flowering on the Development of Male Gametophyte in Canola (Brassica napus L.) cv. Symbol. Research Journal of Environmental Sciences 2(6): 415-423.
Majd, A., Rezanejad, F., Moein, M., Amin Zadeh, M. and Shariatzadeh, S. M. A. (2003) Air pollution effects on microsporogenesis, pollen development and pollen soluble in Spartium junceum L. (Fabaceae). Pajouhesh va Sazandegi 61: 10-17 (in Persian).
Marschner, P. (2011) Marschner’s mineral nutrition of higher plants. 3rd edition. Academic Press, London.
Melendi, P. G., Uyttewaal, M., Morcillo, C. N., Mora, J. R. H., Fajardo, S., Budar, F. and Lucas, M. M. (2008) A light and electron microscopy analysis of the events leading to male sterility in ogu inra cms of rapeseed (Brassica napus). Experimental Botany 59(4): 827-838.
Murphy, D. J. (2006) The extracellular pollen coat members of the Brassicaceae: Composition, biosynthesis, and functions in pollination. Protoplasma 228: 31-39.
Oliveira, R. H., Dias-Milanez, C. R., Moraes-Dallaqua, M. A. and Rosolem, C. A. (2006) Boron deficiency inhibits petiole and peduncle cell development and reduces growth of cotton. Journal of Plant Nutrition 29: 2035-2048.
O’Neil, M. A., Ishii, T., Albersheim, P. and Darvil, A. G. (2004) Rhamnogalacturonan II: structure and function of a borate cross-linked cell wall pectic polysaccharide. Annual Review Plant Biology55: 109-139.
Oxborough, K. (2004) Imaging of chlorophyll a fluorescence: theoretical and practical aspects of an emerging technique for the monitoring of photosynthetic performance. Journal Experimental Botany 55: 1195-1205.
Pandey, N. and Gupta, B. (2013) The impact of foliar boron sprays on reproductive biology and seed quality of black gram. Journal of Trace Elements in Medicine and Biology 27(1): 58-64.
Pandey, A. N. and Verma, P. (2017) Boron defficiency and toxicity and their tolerance in plants: A review. Journal of Global Biosciences 6(4): 4958-4965.
Plessi, M., Bertelli, D. and Albasini, A. (2007) Distribution of metals and phenolic compounds as a criterion to evaluate variety of berries and related jams. Food Chemistry 100: 419-427.
Rezanejad, F. (2007) The effect of air pollution on Microsporogenesis in Spartium junceum L. (Fabaceae). Turk Journal of Botany 31: 183-191.
Ruiz, J. M., Bretones, G., Baghour, M., Ragala, L., Belakbir, A. and Romero, L. (1998) Relationship between boron and phenolic metabolism in tobacco leaves. Phytochemistry 48: 269-272.
Saboora, A and Behjati, R. (2017) The effect of boron and iron deficiency on the contents of photosynthetic pigments, carbohydrates and phenolic compounds in two cultivars of Sorghum bicolor L. Iranian Journal of Plant Biology 9: 19-38.
Sharma, R. R. and Shukla, R. (2006) Managing fruit pitting in mango. Indian Hortic 51: 8-29.
Sheoran, I. S., Pederen, E. J., Ross, A. R. S. and Sawhney, V. K. (2009) Dynamics of protein expression during pollen germination in canola (Brassica napus). Planta 230: 779-793.
Shorrocks, V. M. (1997) The occurrence and correction of boron deficiency. Plant Soil 193: 121-148.
Singh, N., Singh, R., Kaur, K. and Singh H. (1999) Studies of the physioco-chemical properties and polyphenoloxidase activity in seeds from hybrid sunflower (Helianthus annuus) varieties grown in India. Food Chemistry 66: 241-247.
Solecka, D., Boudet, A. M. and Kacperska, A. (1999) Phenylpropanoid and anthocyanin changes in low-temperature treated winter oilseed rape leaves. Plant Physiology and Biochemistry 37: 491-496.
Stangoulis, J. C. R., Grewal, H. S., Bell, R. W. and Graham, R. D. (2000) Boron efficiency in oilseed rape: I. Genotypic variation demonstrated in field and pot grown Brassica napus L. and Brassica juncea L. Plant Soil 225: 243-251.
Wang, Q., Lu, L., Wu, X., Li, Y. and Ling, J. (2003) Boron influences pollen germination and pollen tube growth in pivea meyeri. Tree Physiology 23(5): 345-351.
Wang, H. and Jin, J. Y. (2005) Photosynthetic rate, chlorophyll fluorescence parameters, and lipid peroxidation of maize leaves as affected by zinc deficiency. Photosynthetica 43: 591-596.
Xue, J., Lin, M., Bell, R. W., Graham, R. D., Yang, X. and Yang, Y. (1998) Differential response of oilseed rape (Brassica napus L.) cultivars to low boron supply. Plant Soil 204, 155-163.
Zhao, D. and Oosterhuis, D. M. (2002) Cotton carbon exchange, nonstructural carbohydrates, and boron distribution in tissues during development of boron deficiency. Field Crops Research 78: 75-77.
Zhao, D. and Oosterhuis, D. M. (2003) Cotton growth and physiological responses to boron deficiency. Journal of Plant Nutrition 26: 855-867.
| ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,211 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 343 |
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||