پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 42 |
| تعداد شماره‌ها | 1,514 |
| تعداد مقالات | 12,490 |
| تعداد مشاهده مقاله | 24,769,726 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 10,438,791 |
بررسی تنوع ژنتیکی باکتری‌های فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| زیست شناسی میکروارگانیسم ها | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 4، دوره 9، شماره 33، فروردین 1399، صفحه 25-40 اصل مقاله (980.07 K) | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: پژوهشی- فارسی | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/bjm.2020.120071.1236 | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| حسینعلی علیخانی* 1؛ سمیه امامی2 | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 1استاد بیولـوژی و بیوتـکنولـوژی خاک، پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشـــگاه تهـران، کرج-ایـــران | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 2دانش آموخته دکتری بیولوژی و بیوتکنولوژی، پردیس کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه تهران، تهران، ایران | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده مقدمه: جامعۀ میکروبی خاک بر حاصلخیزی آن از طریق تجزیه، معدنی‌کردن، ذخیره‌سازی و رهاسازی عناصر غذایی تأثیر می‌گذارد. باتوجه‌به آزادسازی حدود 20 تا 30 درصد مواد فتوسنتزی در فراریشۀ (ریزوسفر) گیاه، این محیط شرایط مساعدی را برای حضور جمعیت میکروبی فراهم می‌کند. مواد و روشها: هدف پژوهش حاضر، بررسی پتانسیل جدایه‌های فراریشه‌ای و درون‌رست جداسازی‌شده از گیاه گندم به‌منظور بررسی ویژگی‌های محرک رشد و شناسایی توالی 16S rRNAآنهاست؛ به این منظور، ابتدا باکتری‌ها ازنظر تولید هورمون اکسین در محیط‌کشت حاوی ال- تریپتوفان غربال‌گری شدند و سپس توانایی آنها در انحلال فسفات‌های معدنی و آلی نامحلول ارزیابی شد. در ادامۀ پژوهش، سایر مؤلفه‌های محرک رشد گیاه ازجمله توان تولید سیدروفور و آنزیم ACC- دآمیناز بررسی شدند. نتایج: از میان جدایه‌های به‌دست‌آمده از فراریشه و درون‌ریشه، تعداد 15 جدایۀ فراریشه‌ای و تعداد 7 جدایۀ درون‌رست بر اساس توانایی آنها در ایجاد ویژگی‌های محرک رشدی انتخاب شدند. درمجموع، 7 جدایه به Bacillus، 4 جدایه به Pseudomonas، 2 جدایه به Staphylococcus، 2 جدایه به Paenibacillus و سایر جدایه‌ها به جنس‌های Sphingobacterium، Lysinibacillus، Advenella، Enterobacter، Variovorax و Plantibacter تعلق داشتند. بحث و نتیجهگیری: باتوجه‌به نتایج، جنس‌های غالب در میان جدایه‌های فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم از نوع Pseudomonas و Bacillus بودند. افزایش عملکرد از طریق افزایش زیست‌‌فراهمی عناصر غذایی درنتیجۀ تولید سیدروفور، انحلال فسفات‌های نامحلول آلی و معدنی، تولید عوامل رشد و تولید هورمون‌های محرک رشد گیاهان به‌ویژه ایندول-3- استیک‌اسید است که موجب افزایش شاخص‌های رشد و عملکرد محصول می‌شود و حفظ سلامت محیط‌زیست و گیاه را در پی دارد. | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژه‌ها | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| واژه های کلیدی: باکتری‌های فراریشه‌ای و درون‌رست؛ گندم؛ کود زیستی؛ مؤلفه‌های محرک رشد گیاه | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
مقدمه فراریشه[1] محل زندگی طیف متنوعی از ریزسازوارهها و به‌ویژه باکتری‌هاست که ممکن است برای رشد گیاه مفید، مضر یا بی‌تأثیر باشند. باکتری‌های مفید این منطقه به ریزوباکتری‌های محرک رشد گیاه[2] موسومند که توجه بسیاری از پژوهشگران را به خود جلب کردهاند؛ این باکتری‌ها با استفاده از یک یا چند سازوکار خاص سبب بهبود رشد گیاه می‌شوند. جوامع میکروبی این منطقه تفاوت بسیار زیادی ازنظر کمّی و کیفی با جوامع میکروبی تودۀ خاک دارند. این باکتری‌ها در طیف وسیعی از گیاهان زراعی به‌منظور افزایش رشد از طریق افزایش دانه در گیاه، وزن کل اندام‌های گیاهی، عملکرد و کنترل بیماری‌ها استفاده می‌شوند. استفاده از ریزوباکتری‌های محرک رشد در کشاورزی درحال افزایش است و روش مناسبی را برای جایگزینی یا مکمل کودهای شیمیایی و آفت‌کش‌ها در راستای جلوگیری از آلودگی‌های زیست‌محیطی ارائه می‌کند (1). سازوکارهایی که باکتری‌های محرک رشد از طریق آنها بر رشد گیاه تأثیر می‌گذارند، به آثار مستقیم و غیرمستقیم تقسیم می‌شوند (2): اثر غیرمستقیم بیشتر از طریق تولید متابولیتهای میکروبی ازجمله آنتی‌بیوتیک‌ها، سیدروفورها، آنزیم‌ها، سیانیدهیدروژن[3] و ... است که اثر منفی بر عوامل بیماری‌زا دارند و با ممانعت از رشد ریزسازوارههای بیماری‌زا سبب افزایش رشد گیاه می‌شوند؛ اما اثر مستقیم آنها از راه تولید هورمون‌های گیاهی، تسهیل جذب عناصر غذایی، تثبیت نیتروژن مولکولی، کاهش پتانسیل غشای ریشه‌ها، سنتز برخی آنزیم‌ها ازجمله ACC- دآمیناز[4] که آثار سوء اتیلن تنشی در گیاه را تعدیل می‌کنند و همچنین، انحلال فسفات معدنی و آلی به‌شکل قابل‌استفاده برای گیاهان است (3). گزارش‌های متفاوتی به توانایی گونه‌های مختلف باکتری در ایجاد ویژگی‌های محرک رشد اشاره کردهاند و در بین باکتری‌های دارای این قابلیت، جنس‌های Pseudomonas، Bacillus، Rhizobium، Burkholderia، Agrobacterium، Pantoea، Achromobacter و Flavobacterium مشاهده می‌شوند (3 و 4). رابطۀ گیاهان و باکتری‌های محرک رشد، رابطه‌ای هم‌افزایی یا تشدیدشونده در طبیعت شناخته می‌شود؛ زیرا از یک سو، باکتری شکلِ قابل‌جذب عناصر را برای گیاه فراهم می‌کند و از سوی دیگر، گیاه ترکیبات کربنۀ لازم برای رشد باکتری را از طریق ترشحات ریشۀ خود آزاد می‌کند. ازآنجاکه ریشه عناصر غذایی ضروری گیاه را از خاک جذب می‌کند، توسعۀ سیستم ریشه پیش‌نیاز افزایش رشد و نمو گیاه به شمار می‌آید؛ تعداد زیادی از باکتری‌های محرک رشد گیاه از طریق تولید هورمون‌های گیاهی سبب افزایش رشد ریشۀ گیاه می‌شوند (5). اگر تحریک حداکثری رشد ریشۀ گیاه از طریق باکتری‌های محرک رشد گیاه در مزارع انجام شود، باکتری‌های محرک رشد گیاه می‌توانند روش‌های سودمندی برای افزایش جذب عناصر غذایی باشند (6)؛ ازاین‌رو، باکتری‌های مولد اکسینهای ایندولی از طریق افزایش رشد طولی ریشه‌ها و گسترش سیستم ریشهای گیاه گندم می‌توانند سطح تماس ریشۀ گیاه با ماتریکس خاک و درنهایت، سطح جذب عناصر غذایی را به‌‌گونه‌ای افزایش دهند که بتوان از آنها در افزایش بهرهوری کودهای شیمیایی (در خاکهای نسبتاً حاصلخیز) یا حداقل مکمل کودهای شیمیایی (در خاکهای فقیر) استفاده کرد. علاوه‌بر باکتری‌های فراریشه‌ای محرک رشد گیاه، باکتری‌هایی از این نوع وجود دارند که بهطور اختصاصی به بخش درونی گیاه ازجمله بذر، ریشه، میوه و ساقه نفوذ می‌کنند و در این مکان‌ها مستقر می‌شوند؛ این ریزسازوارهها بهطور معمول آنزیم‌های حل‌کنندۀ دیوارۀ سلولی برای نفوذ در این اندام‌ها را دارند (7). جمعیت باکتری‌های درون‌رست[5] ریشه بیشتر از جمعیت آنها در سایر اندام‌های گیاه (ساقه، برگ و ...) است و بهطور میانگین، جمعیت این باکتری‌ها برای ریشۀ گیاهان مختلف حدود 105 واحد تشکیل‌دهندۀ کلنی (CFU) در گرم خاک برآورد شده است (8). فراریشۀ گیاه منبع اولیۀ باکتری‌های درون‌رست است؛ به عبارتی، بیشتر باکتری‌های درون‌رست از فراریشه منشأ می‌گیرند و بنابراین، تسلسلی از ریزسازوارههای همراه با ریشۀ گیاه از فراریشه به محیط اطراف ریشه (ریزوپلن) و از محیط اطراف ریشه به اپیدرم و پوست وجود دارد؛ این پیوستگی از آندودرم به آوندهای چوبی ریشه و از آوندهای چوبی ریشه به آوندهای چوبی ساقه نیز وجود دارد (7) و بنابراین، ترکیب جمعیتی درون‌رست‌ها به ترکیب جمعیتی باکتری‌های مستقر در فراریشۀ گیاه بستگی دارد. معمولاً جمعیت بیشتری از باکتری‌ها در فراریشه نسبت به درون‌رست‌ها وجود دارد و این باکتری‌های درونرستی موجب افزایش مقاومت سیستمیک در برابر بیماری‌های گیاهی یا افزایش رشد گیاه می‌شوند. اگرچه ویژگی‌های محرک رشدی بین باکتری‌های فراریشه و درون‌رست ممکن است مشابه باشند، بیشتر پژوهش‌ها در زمینۀ باکتری‌های فراریشه نسبت به درون‌رست انجام شده‌اند (9). با نگاه به توانایی باکتری‌های درون‌رست در بهبود و افزایش رشد گیاه و نیز نبود آگاهیهای کافی از فراوانی این باکتری‌ها در گیاه گندم، انجام پژوهش در این زمینه ضروری به نظر میرسد. مواد و روشها. .جداسازی باکتری‌های فراریشه‌ای و درون‌رست ریشۀ گیاه گندم: به‌منظور جداسازی باکتری‌های فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم در پژوهش حاضر، نمونه‌برداری از خاک فراریشۀ گندم مزرعۀ دانشکدۀ کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران واقع در محمدشهر کرج انجام شد. تعداد 8 نمونه از گیاهان سالم گندم در مرحلۀ رشد رویشی (مرحلۀ گردهافشانی) بهطور تصادفی از موقعیتهای مختلف مزرعه جمعآوری و در کیسههای پلاستیکی به آزمایشگاه انتقال یافتند تا برای جداسازی و خالصسازی باکتری‌ها استفاده شوند. به‌منظور جداسازی باکتری‌های درون‌رست ریشه، ابتدا ریشه‌ها کاملاً با آب معمولی شستشو شدند و سپس عمل شستشو چندین بار با آب مقطر تکرار شد تا تمام ذرات خاک باقیمانده از سطح ریشه‌ها حذف شوند؛ درنهایت، ریشه‌ها روی دستمال کاغذی استریل گذاشته شدند تا رطوبت اضافی آنها حذف شود و در ادامه، ریشه‌ها با تیغ به قطعه‌های 2 تا 3 سانتی‌متری استریل بریده شدند. ریشه‌ها با الکل و هیپوکلریت‌سدیم ضدعفونی سطحی شدند و سپس به‌منظور حذف هیپوکلریت‌سدیم، ریشه‌ها ده بار با آب مقطر استریل شستشو شدند؛ در تمام مراحل، شرایط استریل حفظ شد. به‌منظور اطمینان‌یافتن از درستی عملیات ضدعفونی سطحی ریشه‌ها، قطعه‌هایی از ریشۀ استریل‌شده روی سطح پلیتهای حاوی محیط‌کشت نوترینت‌آگار گذاشته شدند و حدود دو قطره از آب شستشوی نهایی نیز روی این ظرف‌های پتری پخش شد و ظرف‌ها به‌مدت 5 روز درون انکوباتور با دمای 28 درجۀ سانتی‌گراد گذاشته شدند. قطعه‌های ریشه به‌مدت 10 دقیقه با هاون استریل در محلول سرم فیزیولوژی (سدیم‌کلرید 85/0 درصد) خرد و له شدند و سپس تمام محتویات خردشده به ارلن حاوی 90 میلی‌لیتر محلول سرم فیزیولوژی استریل منتقل و به‌مدت 45 دقیقه روی شیکر گذاشته شد. پس‌از تهیۀ رقتهای ده‌دهی از نمونه، 1/0 میلی‌لیتر از هریک از رقتهای 2-10 تا 7-10 روی پلیتهای حاوی محیط‌کشت پخش شد. به‌منظور جداسازی باکتری‌های فراریشه‌ای، 10 گرم خاک فراریشه‌ای به ارلنهای حاوی 90 میلی‌لیتر محلول سرم فیزیولوژی استریل منتقل و به‌مدت 30 دقیقه روی شیکر گذاشته شد. تهیۀ سریهای رقت برای خاک فراریشه مشابه با سریهای رقت ریشه‌ها انجام شد (10). پلیتهای تلقیح‌شده به‌مدت 3 تا 5 روز بهطور واژگون در دمای 28 درجۀ سانتی‌گراد درون انکوباتور گرماگذاری شدند؛ سپس کلنیهای ظاهرشده روی ظرف‌های پتری جداسازی و مراحل خالصسازی این جدایه‌ها پس‌از کشت دوباره روی همان محیط از طریق بازکشت انجام شدند. .غربال‌گری جدایه‌ها ازنظر فعالیتهای محرک رشد گیاه: جدایه‌های فراریشه‌ای و درونرستی جداسازی‌شده از گیاه گندم به‌منظور تعیین ویژگی‌های محرک رشد گیاه ارزیابی شدند. اندازه‌گیری کمّی تولید ایندول‌استیک‌اسید (اکسین) به روش بریک[6] و همکاران (1991) در محیط‌کشت مایع رنگی درنتیجۀ استفاده از محلول سالکوفسکی و با خواندن عدد دستگاه اسپکتروفتومتر انجام شد (11). به‌منظور انجام این آزمون، مقدار 20 میلی‌لیتر محیط‌کشت مایع نوترینت‌براث حاوی 1 میلیگرمبرمیلیلیتر ال- تریپتوفان درون هر ارلن ریخته شد و پس‌از استریل‌کردن آن، محتوای هر ارلن با یکی از جدایه‌های مدنظر تلقیح شد. ارلنهای یادشده با ورقۀ آلومینیومی پوشانده شدند و به‌مدت 72 ساعت برای باکتری‌های تندرشد و تا 120 ساعت (برای انواع کندرشد) در دمای 30 درجۀ سانتی‌گراد روی شیکر با سرعت چرخش 120 دوردردقیقه گرماگذاری شدند. پس‌از گذشت این مدت، سوسپانسیونهای یادشده سانتریفیوژ شدند و سپس محلول رویی به نسبت 1:1 با معرف سالکوفسکی مخلوط و محلول حاصل به‌مدت 20 دقیقه در دمای اتاق نگهداری و سپس میزان جذب نور در طول موج 530 نانومتر با اسپکتروفتومتر خوانده شد. مقدار تولید اکسین هر جدایه از مقایسۀ جذب نور آن با منحنی استاندارد تهیه‌شده از غلظت‌های صفر تا 100 میکروگرمبرمیلیلیتر محاسبه شد. در مرحلۀ بعد، محیط‌کشت اسپربر[7] (1958) شامل 10 گرم‌در‌لیتر گلوکز، 5/0 گرم‌در‌لیتر عصارۀ مخمر، 32/0 گرم‌در‌لیتر سولفات‌منیزیم، 14/0 گرم‌در‌لیتر کلرید‌کلسیم، 5/2 گرم‌در‌لیتر تری‌کلسیم‌فسفات، 1000 میلی‌لیتر آب مقطر و اسیدیتۀ 2/7 برای بررسی توان جدایه‌های فراریشه‌ای و درونرستی در انحلال فسفات‌های معدنی نامحلول استفاده شد (12). ابتدا باکتری‌ها به‌مدت 48 ساعت در محیط نوترینت‌براث کشت شدند. به‌منظور تشخیص نیمه‌کمّی توان حل فسفات، 7 میکرولیتر از سوسپانسیون تازۀ باکتری به روش قطرهگذاری[8] روی ظرف‌های پتری حاوی محیط جامد اسپربر کشت شد و ظرف‌های پتری تلقیح‌شده در دمای 28 درجۀ سانتی‌گراد نگهداری شدند. ایجاد هالۀ شفاف پیرامون کلنی باکتری نشانۀ حل فسفات در نظر گرفته شد. قطر کلنی رشدیافته و قطر هالۀ شفاف حاصل از انحلال فسفات در اطراف هر کلنی به‌دقت اندازه‌گیری شد. (12). توان انحلال فسفات‌های نامحلول آلی با استفاده از محیط‌کشت اصلاح‌شدۀ اسپربر تعیین شد که در آن به‌‌جای ترکیب شیمیایی تری‌کلسیم فسفات از منبعی آلی به نام اینوزیتول‌هگزا‌فسفات استفاده شد. به‌منظور انجام آزمون کمّی انحلال فسفات‌های معدنی نامحلول از محیط‌کشت اسپربر مایع استفاده شد. پس‌از یکسان‌کردن جمعیت باکتری‌ها در محیط مایع نوترینت‌براث، 50 میکرولیتر از سوسپانسیون هـر باکتری به 25 میلی‌لیتر محیط اسپربر مایع منتقل شد و سپس نمونه‌های مایع به‌مدت 120 سـاعت روی شیکر انکوباتور (120 دوردردقیقه) قرار داده شدند؛ در مرحلۀ بعد، اسیدیتۀ نمونه‌ها تعیین و بی‌درنگ سوسپانسیون باکتری‌ها بـه‌مـدت 10 دقیقـه در 15000 دوردردقیقه سـانتریفیوژ شد و سپس 1 میلی‌لیتر از محلول رویی با 3 میلی‌لیتر آب مقطر و 1 میلی‌لیتر معـرف آمونیـوم‌مولیبـدات- وانـادات مخلوط شد. پس‌از گذشت 20 دقیقه، میزان جذب نور در طول موج 470 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده و مقدار فسفر آزادشده (محلول) از هر جدایه با استفاده از منحنی استاندارد تهیه‌شده از غلظت‌های مختلف KH2PO4 محاسبه شد (12). توان تولید سیدروفور روی محیط‌کشت پایهای به نام کروم آزول- اس[9] (CAS) بررسی شد (13). محیط‌کشت پایۀ کروم آزول- اس که بهطور جامد درون ظرف‌های پتری استفاده می‌شود، از این پس با نام محیط CAS- آگار نشان داده می‌شود. به‌منظور تهیۀ محیط یادشده، چهار محلول زیر بهطور مجزا تهیه، استریل و سپس باهم مخلوط شدند. 1- محلول معرف رنگی: به‌منظور تهیۀ این محلول، 10 میلی‌لیتر از محلول حاوی آهن (1 میلی‌مول FeCl3.6H2Oدر10 میلی‌مول HCl)با50میلی‌لیتر از محلولCAS(21/1 میلیگرمدرمیلیلیتر آب) به‌آرامی مخلوط می‌شود. این مخلوط که به رنگ ارغوانی تیره است، به‌آهستگی و درحال هم‌زدن مداوم به 40 میلی‌لیتر از محلول [10]HDTMA (28/1 میلیگرمدرمیلیلیتر آب) اضافه می‌شود. محلول حاصل با رنگ آبی تیره و پایدار بهطور مجزا اتوکلاو و تا دمای حدود 50 درجۀ سانتی‌گراد سرد می‌شود. تمام محلول‌های لازم برای ساخت این معرف رنگی باید تازه تهیه شوند. 2- محلول بافر: به‌منظور تهیۀ این محلول، 24/30 گرم از بافر [11]Pipes در 750 میلی‌لیتر از محلول حاوی 3/0 گرم KH2PO4، 5/0 گرم NaCl و 1 گرم NH4Cl حل می‌شود. اسیدیتۀ محیط با محلول KOH 50 درصد روی 8/6 تنظیم و حجم بافر با اضافه‌کردن آب به 800 میلی‌لیتر رسانده می‌شود. پس‌از اضافه‌کردن 15 گرم آگار به این محیط بافر و استریل‌کردن آن در اتوکلاو، دمای آن به حدود 50 درجۀ سانتی‌گراد رسانده می‌شود. 3- محلول غذایی: این محلول حاوی 2 گرم گلوکز، 2 گرم مانیتول، 493 میلیگرم MgSO4.7H2O، 11 میلیگرم MnSO4.H2O، 4/1 میلیگرم H3BO3، 04/0 میلیگرم CuSO4.5H2O، 2/1 میلیگرم ZnSO4.7H2O و 1 میلیگرم Na2MoO4.2H2O در 70 میلی‌لیتر آب است که پس‌از اتوکلاو به دمای 50 درجۀ سانتی‌گراد رسانده می‌شود. 4- محلول کازامینو اسید: 30 میلی‌لیتر از محلول کازامینو اسید (10 درصد) به روش صاف‌کردن روی صافی غشایی با قطر منافذ 45/0 میکرومتر استریل می‌شود. پس‌از آماده‌شدن چهار محلول یادشده، محلول‌های غذایی 3 و 4 به محلول بافر شمارۀ 2 اضافه می‌شوند و ضمن هم‌زدن آرام و مداوم مخلوط آنها و بدون ایجاد حباب، محلول معرف رنگی به‌آهستگی به آنها اضافه می‌شود. مخلوط چهار محلول پس‌از یکنواخت‌شدن و بر حسب شیوۀ کشت در ظرف‌های استریل توزیع می‌شود. پلیتهای حاوی محیط CAS- آگار پس‌از انجماد به چهار بخش مساوی تقسیم شدند. مقدار 5 میکرولیتر از سوسپانسیون تازۀ هریک از جدایه‌های مطالعه‌شده با جمعیت تنظیم‌شده (108×5 واحد تشکیل‌دهندۀ کلنی (CFU) در میلی‌لیتر) به روش قطرهگذاری در وسط هر بخش تلقیح شد؛ هم‌زمان با تلقیح این جدایه‌ها، تلقیح از جدایه‌های شناخته‌شدۀ تولیدکنندۀ سیدروفور برای شاهد مثبت در همان محیط‌کشت انجام شد. پلیتهای تلقیح‌شده در دمای 28 درجۀ سانتی‌گراد نگهداری شدند. توانایی تولید سیدروفور باتوجه‌به تغییر رنگ محیط CAS- آگار از آبی به نارنجی و با اندازه‌گیری قطر هالۀ نارنجی‌رنگ تشکیل‌شده اطراف کلنی باکتری‌ها در فواصل زمانی 24، 48، 72 و 96 ساعت ارزیابی شد؛ همچنین قطر کلنی باکتری و نسبت قطر هاله به کلنی تعیین شد. توانایی تولید آنزیم ACC- دآمیناز[12] بهطور کیفی و به روش پنروز[13] و گلیک[14] (2003) تعیین شد (14). باتوجه‌به اینکه قابلیت ماندگاری ACC در دمای محیط بسیار کم است، پیش از آغاز آزمایش، محلول ACC با غلظت 3/0 مولار تهیه و از صافی 25/0 میکرومتر استریل عبور داده شد؛ سپس مقدار 100 میکرولیتر از محلول استریل‌شدۀ ACC درون لوله‌های اپندورف (5/0 میلی‌لیتری استریل) توزیع شد و بی‌درنگ درون فریزر (در دمای منفی 20 درجۀ سانتی‌گراد) نگهداری شد. پس‌از افزودن آگار به محیط‌کشت DF[15] (ﺷﺎﻣﻞ 4 ﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ KH2PO4، 6 ﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ Na2HPO4، 2/0 ﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ MgSO47H2O، 2 ﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ ﮔﻠﻮﮐﺰ، 2 ﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ ﮔﻠﻮﮐﻮﻧﯿﮏاﺳﯿﺪ، 2 ﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ ﺳﯿﺘﺮﯾﮏاﺳﯿﺪ و ﻋﻨﺎﺻﺮ رﯾﺰﻣﻐﺬی ﺷﺎﻣﻞ 1 ﻣﯿﻠﯽﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ FeSO47H2O، 10 ﻣﯿﮑﺮوﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ H3BO3، 10 ﻣﯿﮑﺮوﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ MnSO4H2O، 6/124 ﻣﯿﮑﺮوﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ ZnSO47H2O، 2/78 ﻣﯿﮑﺮوﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ CuSO45H2O و 10 ﻣﯿﮑﺮوﮔﺮم‌درﻟﯿﺘﺮ MoO3 و اسیدیتۀ نهایی 2/7) و استریل‌کردن آن درون اتوکلاو به‌مدت 20 دقیقه در دمای 120 درجۀ سانتی‌گراد و فشار 2/1 بار، محیط‌کشت ضدعفونی‌‌شده درون ظرف‌های پتری 8 سانتی‌متری توزیع و به چهار بخش مساوی تقسیم شد. سه سری پلیت دارای محیط‌کشت DF برای انجام این آزمایش استفاده شد: 1- ظرف‌های پتری دارای محیط‌کشت DF و ACC؛ به‌این‌ترتیب که در آخرین مرحلۀ انجام کار و دقیقاً پیش از مایه‌زنی، مقدار 100 میکرولیتر از محلول ACC (3/0 مولار) به‌عنوان تنها منبع نیتروژنی به سطح هر ظرف پتری حاوی محیط‌کشت DF اضافه شد. 2- شاهد مثبت: ظرف‌های پتری دارای محیط‌کشت DF و سولفات‌آمونیوم ((NH4)2SO4)؛ در این مرحله نیز مقدار 100 میکرولیتر از محلول 3/0 مولار سولفات‌آمونیوم به‌عنوان منبع نیتروژنی پایه به سطح هر ظرف پتری حاوی محیط‌کشت DF اضافه شد. 3- شاهد منفی: ظرف‌های پتری دارای محیط‌کشت DF بدون هرگونه منبع نیتروژنی (بدون ACC و (NH4)2SO4). پشت هـر ظـرف پتـری، چهار نقطـه بـا فواصـل یکـسان از هـم نشانه‌گذاری شدند و در هر نقطه، مقدار 7 میکرولیتر از سوسپانسیون جدایه‌ها با دسـتگاه میکروسمپلر در سه تکرار مایه‌کوبی شد. محیط‌های مایه‌کوبی‌شـده بـه‌مـدت 5 روز در دمـای 28 درجۀ سانتی‌گراد درون انکوباتور قرار داده شدند و پس‌از 5 روز، میزان رشد جدایه‌ها ارزیـابی شد. شناسایی مولکولی جدایه‌ها: DNA باکتری با استفاده از کیت شرکت کیاژن استخراج و PCR[16] به‌منظور تکثیر توالی ژن رمزکنندۀ 16S rRNA انجام شد. آغازگرهای 27F و 1520R برای دستیابی به ناحیۀ بارکد ژن رمزکنندۀ 16S rRNA باکتری‌های مطالعه‌شده استفاده شدند (جدول 1). به‌منظور تکثیر این جایگاه‌ها طی واکنش PCR با حجم نهایی 50 میکرولیتر از ترکیبات مندرج در جدول 2 بر اساس اصول و قوانین استاندارد PCR بدون وجود آلودگی بیننمونهای استفاده شد؛ در این راستا، ابتدا به‌منظور یکسان‌سازی شرایط تکثیر برای تمام نمونه‌ها، مخلوط اصلی حاوی تمام ترکیبات به‌جز DNA نمونه‌ها ساخته شد و درنهایت، مقدار حداقل 100 نانوگرم DNA در واکنش استفاده شد. برنامۀ دمایی به‌کاررفته برای PCR هرکدام از سه جایگاه در جدول 3 آورده شده است. محصول PCR برای بررسی الگوی باندی و ارزیابی نتایج روی ژل آگارز 1 درصد الکتروفورز شد؛ به این منظور و برای تعیین توالی قطعه‌های تکثیرشده، محصول PCR درون چاهکهای ژل آگارز 1 درصد قرار داده شد و پس‌از استخراج باند مدنظر از ژل به روش سامبورک[17] و همکاران (2001)، به‌منظور تعیین توالی دوطرفه با استفاده از BigDye terminator دستگاه Sequencer استفاده شد (15). توالی‌های به‌دست‌آمده پس‌از مشاهده با نرم‌افزار Chromas 2.1 اصلاح و تأیید شدند. این توالی‌ها با نرم‌افزار ClustalW هم‌ردیف‌سازی و با نرم‌افزار Bioedit 7.0.9 به فرمتهای قابل‌استفاده تبدیل شدند (16). توالی نوکلئوتیدهای محصولات PCR با توالی نوکلئوتیدهای موجود در GenBank مقایسه و درخت فیلوژنیک به روش Neighbor Joining با نرم‌افزار Mega 5 رسم شد. توالی‌های نوکلئوتیدهای موجود در GenBank که شباهت زیادی با توالی نوکلئوتیدهای جدایه‌های مطالعه‌شده داشتند، گزارش شدند. توالی‌های نوکلئوتیدی تعیین‌شده در مطالعۀ حاضر به پایگاه دادههای GenBank ارسال و با شماره دسترسیهای مختلف ثبت شد.
جدول 1- اطلاعات جایگاه و آغازگرهای استفاده‌شده در پژوهش حاضر
جدول 2- غلظت مواد شیمیایی به‌کاررفته در PCR
جدول 3- برنامۀ دمایی تکثیر جایگاه 16S rRNA در جدایه‌های مطالعه‌شده
نتایج از میان جدایه‌های به‌دست‌آمده از فراریشه و درون‌رست ریشه، تعداد 15 جدایۀ فراریشه‌ای و تعداد 7 جدایۀ درون‌رست بر اساس توانایی آنها در ایجاد ویژگی‌های محرک رشدی انتخاب شدند. نتایج ارزیابی توانایی باکتری‌های برگزیده ازنظر داشتن ویژگی محرک رشد گیاه در جدول 4 و شکل 1 نشان داده شده‌اند. تمام سویه‌های منتخب ویژگی‌های محرک رشد گیاه را داشتند، اگرچه میزان توانایی آنها باهم متفاوت بود. باکتری‌های فراریشه‌ای و درون‌رست ازنظر مقدار تولید هورمون اکسین با یکدیگر تفاوت داشتند و این سویهها توانستند هورمون اکسین را در محدودۀ 9/4 تا 6/22 میکروگرمبرمیلیلیتر تولید کنند؛ بیشترین مقدار تولید این هورمون در سویۀ فراریشه‌ای R193 (6/22 میکروگرمبرمیلیلیتر) تعیین شد.
جدول 4- ویژگی‌های محرک رشدی جدایه‌های برتر فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم
* ستونهای دارای یک حرف مشابه اختلاف معناداری در سطح 5 درصد ندارند.
شکل 1- نقشۀ حرارتی (Heat Map) ویژگی‌های محرک رشدی جدایه‌های برتر فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم؛ IAA: تولید اکسین، IPS: حلالیت فسفات معدنی، OPS: حلالیت فسفات آلی، SP: تولید سیدروفور، ACC. d: تولید آنزیم ACC- دآمیناز، PS: انحلال کمّی فسفات معدنی
باکتری‌های E240 و R185 برترین سویهها ازنظر شاخص انحلال فسفر (قطر هاله به قطر کلنی) در ارزیابی کیفی توان حل‌کنندگی فسفات آلی و معدنی بودند و سویۀ R193 در رتبۀ بعدی قرار داشت (جدول 4). نتایج توان کمّی انحلال فسفات نامحلول کاملاً مشابه با اندازه‌گیری کیفی روی محیط کشت جامد اسپربر نبود (شکل 1)؛ باوجوداین، سویهها روند کلی مشابه و توانایی زیادی در انحلال فسفات‌های نامحلول معدنی داشتند. پس‌از 7 روز گرماگذاری، سویه‌های E240، E119 و R19 میزان حلالیت تری‌کلسیم‌فسفات را به‌ترتیب به 330، 323 و 326 میکروگرمبرمیلیلیتر رساندند؛ همچنین رشد جدایه‌ها سبب کاهش معنا‌دار اسیدیتۀ محیط مایع اسپربر شد. اسیدیتۀ نهایی محیط در پایان آزمایش از 2/7 به 2/4، 3/4 و 3/4 به‌ترتیب برای E240، E119 و R19 کاهش یافت. همان‌طور که در جدول 4 دیده می‌شود، رابطۀ معکوسی بین مقدار فسفر آزادشده و اسیدیتۀ محیط‌کشت وجود دارد؛ این مطلب نشان می‌دهد کاهش اسیدیته می‌تواند سازوکار این جدایه‌ها در انحلال فسفات‌های نامحلول معدنی باشد.
تمام جدایههایی که هالۀ نارنجی اطراف کلنی را روی محیط CAS نشان دادند، ازنظر توان تولید سیدروفور برگزیده شدند. متوسط میزان تولید سیدروفور (نسبت قطر هاله به قطر کلنی) 42/1 و دامنۀ آن از 1/1 تا 8/1 متغیر بود. نتایج نشان دادند جدایه‌های منتخب توان تولید مقدار مناسبی از ACC- دآمیناز و استفاده از ACC به‌عنوان تنها منبع نیتروژن را دارند. ریزسازوارههای خاک با تولید آنزیم ACC- دآمیناز سبب تخریب ACC به آمونیاک و آلفاکتوبوتیرات می‌شوند و از این طریق، سطح اتیلن در گیاهان را کم و از آثار منفی اتیلن بر رشد گیاه هنگام تنش جلوگیری می‌کنند. به‌منظور شناسایی اولیۀ این جدایه‌ها، صفت‌های ریخت‌شناختی پس‌از رنگ‌آمیزی گرم، شکل و آرایش آنها با میکروسکوپ نوری مطالعه و در ادامه، پایگاه‌های اطلاعاتی در بانک ژن برای توالی‌های مشابه توالی ژن 16S rRNA این جدایه‌ها بررسی شدند. نمودار مربوطه (به روش Neighbour-joining) با استفاده از توالی‌های این جدایه‌ها و توالی‌های نماینده از پایگاه‌های اطلاعاتی رسم شد (شکل‌های 2 و 3). توالی‌های نوکلئوتیدی تعیین‌شده در مطالعۀ حاضر به پایگاه اطلاعاتی بانک ژن فرستاده و با شمارۀ دسترسی یادشده در جدول‌های 5 و 6 برای جدایه‌های فراریشه و درون‌رست ثبت شد. درخت فیلوژنتیک بر اساس توالی‌های 16S rRNA نشان داد جدایه‌های فراریشه‌ای R23، R93، R117، R126، R135، R191، R209، R236 و E133 ارتباط نزدیکی با سویه‌های Bacillusبه‌دست‌آمده بر اساس بانک اطلاعات NCBI دارند و جدایه‌های R185، R193، E119 و E240 نیز ارتباط نزدیک‌تری با جنس Pseudomonasدارند. به نظر میرسد جنس‌های Pseudomonasو Bacillusاز غالبترین جدایه‌ها در میان جدایه‌های فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم در مزرعۀ پژوهشی باشند.
جدول 5- توالی‌های نوکلئوتیدی تعیین‌شده و شمارۀ دسترسی مربوط به جدایه‌های فراریشه‌ای
شکل 2- درخت فیلوژنتیکی جدایه‌های فراریشه‌ای بر اساس روش Neighbor Joining منتج از تحلیل توالی‌های ژن 16S rRNA. عدد نشان‌داده‌شده در گرهها نشان‌دهندۀbootstrap 1000 است.
جدول 6- توالی‌های نوکلئوتیدی تعیین‌شده و شمارۀ دسترسی مربوط به جدایه‌های درون‌رست
شکل 3- درخت فیلوژنتیکی جدایه‌های درون‌رست بر اساس روش Neighbor Joining منتج از تحلیل توالی‌های ژن16S rRNA. عدد نشان‌داده‌شده در گرهها نشان‌دهندۀbootstrap 1000 است.
بحث و نتیجهگیری باکتری‌های محرک رشد گیاه از مهم‌ترین ریزوباکتری‌های مفید خاک‌زی‌اند و با داشتن ویژگی‌های محرک رشدی متعدد که راهبرد مهمی برای رسیدن به کشاورزی پایدار است، رشد و عملکرد گیاهان را افزایش می‌دهند. در مطالعۀ حاضر، تعداد 15 جدایۀ فراریشه‌ای و 7 جدایۀ درون‌رست به‌ترتیب از فراریشه و ریشۀ گیاه گندم جداسازی شدند. غربال‌گری این جدایه‌ها ازنظر ویژگی‌های محرک رشدی مانند توان تولید آنزیم ACC- دآمیناز، ایندول-3- استیک‌اسید، سیدروفور، انحلال فسفات‌های نامحلول معدنی و آلی انجام شد. تمام جدایه‌های فراریشه‌ای و درون‌رست ویژگی‌های محرک رشد گیاه را داشتند، اگرچه میزان توانایی آنها باهم متفاوت بود. در پژوهش سوریواستا[xviii] و همکاران (2014) روی 25 جدایۀ P. fluorescens مشخص شد متوسط میزان تولید اکسین برابر با 44/2 میکروگرمبرمیلیلیتر است و تمام جدایه‌ها قابلیت تولید اکسین را دارند و دامنۀ آن از 3/1 تا 5/4 میکروگرمبرمیلیلیتر متغیر است (17). نتایج خاکیپور[xix] و همکاران (2008) نشان دادند مقدار اکسین تولیدی در P. fluorescens از صفر تا 6/31 و در P. putida از صفر تا 08/24 میلیگرمدرلیتر متغیر است (18). ساتیاپراکش[xx] و همکاران (2017) گزارش کردند با افزایش جمعیت باکتری‌های حل‌کنندۀ فسفات، مقدار اسیدیتۀ محیط‌کشت 3/2 تا 4 واحد کاهش نشان می‌دهد. احتمالاًً کاهش اسیدیته از تولید اسیدهای آلی طی دورۀ رشد باکتری‌ها ناشی می‌شود و این اسیدها با کلاته‌کردن کاتیونهای پیوند‌شده با فسفات از طریق گروه‌های هیدروکسیلی و کربوکسیلی و همچنین اسیدی‌کردن خاک (کاهش اسیدیته) سبب انحلال مقدار درخور توجهی فسفر می‌شوند (19). باتول[xxi] و اقبال[xxii] (2018) تعداد 30 جدایه با قابلیت حل‌کنندگی فسفات نامحلول و سایر ویژگی‌های محرک رشدی (تولید هورمون و تثبیت نیتروژن) را از فراریشۀ گیاهان مختلف جداسازی کردند. شاخص کیفی حلالیت فسفر از 4 تا 7 در محیط جامد و میزان حلالیت فسفر در محیط مایع (بهطور کمّی) از 30 تا 246 میکروگرمدرمیلیلیتر متغیر بود. شرایط بهینه برای حلالیت فسفات نامحلول شامل دمای 35 درجۀ سانتی‌گراد، اسیدیتۀ 7، استفاده از گلوکز و آمونیوم‌نیترات به‌ترتیب به‌عنوان منبع کربن و نیتروژن بود (20). پاندی[xxiii] و پوتندا[xxiv] (2018) تعداد 10 جدایه از فراریشۀ سیب‌زمینی جداسازی کردند و از میان این جدایه‌ها، Enterobacter cancerogenus D-m-2 با توانایی بیشتر (37/8 میکروگرمبرمیلیلیتر فسفر) در انحلال فسفات نامحلول شناسایی شد (21). چن[xxv] و همکاران (1994) نشان دادند سیدروفوری که P. putida تولید می‌کند، حلالیت آهن، مس، منگنز و روی را افزایش می‌دهد (22). نتایج عباس‌زاده[xxvi] و همکاران (2010) در زمینۀ ارزیابی توان تولید سیدروفور نشان می‌دهد تمام سویه‌هایPseudomonas می‌توانند هالۀ نارنجی‌رنگ را که دلیلی بر تولید سیدروفور است، روی محیط‌کشت CAS- آگار ایجاد کنند و متوسط نسبت قطر هاله به قطر کلنی در سویهها بین 37/0 تا 73/2 متغیر است (23). اتیلن یکی از هورمون‌های گیاهی است که فرایند گرهزایی را در لگومها تنظیم می‌کند و در بسیاری از فرایندهای چرخۀ زندگی گیاه دخیل است؛ این هورمون از گرهسازی لگومها و طویل‌شدن ریشه جلوگیری می‌کند و در پاسخ به تنشهای غیرزیستی ساخته می‌شود. مادۀ ACC پیشمادۀ ساخت اتیلن در گیاهان است که در واکنشی که آنزیم ACC- اکسیداز کاتالیز می‌کند به اتیلن و دی‌اکسیدکربن تبدیل می‌شود (24)؛ بنابراین، مطالعه‌های بسیاری انجام شده‌اند تا باکتری‌های مولد آنزیم ACC- دآمیناز را جداسازی کنند (25). نتایج نشان دادند جنس‌های غالب در میان جدایه‌های فراریشه‌ای و درون‌رست محرک رشد گیاه گندم از نوعPseudomonas و Bacillus هستند. درمجموع، 7 جدایه به جنس Bacillus، 4 جدایه به Pseudomonas، 2 جدایه به Staphylococcus، 2 جدایه به Paenibacillus و سایر جدایه‌های به جنس‌هایGammaproteobacteria، Sphingobacterium، Lysinibacillus، Advenella، Enterobacter، Variovorax و Plantibacter تعلق داشتند. پندی[xxvii] و همکاران (2017) تعداد 8 جدایۀ باکتریایی با قابلیت حل‌کردن فسفر از محیط‌کشت حاوی تری‌کلسیم‌فسفات نامحلول جداسازی کردند و تشکیل هالۀ روشن اطراف کلنی باکتری نشانۀ حلالیت فسفات در نظر گرفته شد. از 8 جدایۀ باکتریایی، 3 جدایه با شاخص حلالیت فسفات زیاد از 69/0±88/4 تا 3/0±48/4، کاهش اسیدیته از 08/0±08/3 تا 12/0±82/3 و حلالیت فسفات زیاد در محیط مایع از 10±49/305 تا 45/1±72/277 میکروگرمبرمیلیلیتر مشاهده شدند. بر اساس تجزیه‌و‌تحلیل ژن 16S rRNA، 2 جدایه به جنس Alacaligenes تعلق داشتند و 1 جدایه به B. cepacia نزدیک بود (26). گولاتی[xxviii] و همکاران (2010) گزارش کردند جدایۀ BIHB 723 متعلق به Acinetobacter حل‌کنندۀ فسفات می‌تواند سایر متابولیتهای محرک رشدی نظیر ACC- دآمیناز، اکسین و سیدروفور را تولید کند (27). رودریگز[xxix] و فراگا[xxx] (1999) گزارش کردند بیشترین باکتری‌های حل‌کنندۀ فسفات نامحلول شامل جنس‌های Enterobacter،Serratia،Alacaligenes،Acinetobacter وFlavobacterium هستند (28). بر اساس نتایج مطالعۀ حاضر می‌توان نتیجه گرفت فراریشه و ریشۀ گیاه گندم حاوی باکتری‌های مفید با پتانسیل زیاد برای بهبود رشد گیاه هستند که با جداسازی، انتخاب و کاربرد انواع برتر می‌توان موجب بهبود شاخص‌های رشد گیاه شد. | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
References (1) Ashrafuzzaman M., Faridakhtar HM., Raziismail M., Anamulhoque M., Zahurulislam S., Shahidullah M., Sariah M. Efficiency of plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR) for the enhancement of rice growth. African Journal of Biotechnology 2009; 8: 1247-1252. (2) Zaidi A., Khan M., Ahemad M., Oves M. Plant growth promotion by phosphate solubilizing bacteria. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica 2009; 56(3): 263-284. (3) Mhatre PH., Karthik C., Kadirvelu K., Divya K., Venkatasalam E., Srinivasan S., Shanmuganathan R. Plant Growth Promoting Rhizobacteria (PGPR): A potential alternative tool for Nematodes bio-control. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology 2018; 17: 119-128. (4) Sharma SB., Sayyed RZ., Trivedi MH., Gobi TA. Phosphate solubilizing microbes: sustainable approach for managing phosphorus deficiency in agricultural soils. Springer Plus 2013; 2(1): 587. (5) Gopalakrishnan S., Sathya A., Vijayabharathi R., Varshney RK., Gowda CL., Krishnamurthy L. Plant growth promoting rhizobia: challenges and opportunities. 3 Biotech 2015; 5(4): 355-377. (6) Glick BR. Plant growth-promoting bacteria: mechanisms and applications. Scientifica 2012; 1-15. (7) Santoyo G., Moreno-Hagelsieb G., del Carmen Orozco-Mosqueda M., Glick BR. Plant growth-promoting bacterial endophytes. Microbiological Research 2016; 183: 92-99. (8) Wani ZA., Ashraf N., Mohiuddin T., Riyaz-Ul-Hassan S. Plant-endophyte symbiosis, an ecological perspective. Applied Microbiology and Biotechnology 2015; 99(7): 2955-2965. (9) Emami S., Alikhani HA., Pourbabaei AA., Etesami H., Motashare Zadeh B., Sarmadian F. Improved growth and nutrient acquisition of wheat genotypes in phosphorus deficient soils by plant growth-promoting rhizospheric and endophytic bacteria. Soil Science and Plant Nutrition 2018; 64(6): 719-727. (10) Johnson LF., Curl EA. Methods for research on the ecology of soil-borne plant pathogens. Minneapolis, MN: Burgess Publishing Company; 1972. (11) Bric JM., Bostock RM., Silverstone SE. Rapid in situ assay for indoleacetic acid production by bacteria immobilized on a nitrocellulose membrane. Applied and Environmental Microbiology 1991; 57(2): 535-538. (12) Sperber JI. The incidence of apatite-solubilizing organisms in the rhizosphere and soil. Australian Journal of Agricultural Research 1958; 9(6): 778-781.
(13) Schwyn B., Neilands J. Universal chemical assay for the detection and determination of siderophores. Analytical Biochemistry 1987; 160(1): 47-56. (14) Penrose DM., Glick BR. Methods for isolating and characterizing ACC deaminase‐containing plant growth‐promoting rhizobacteria. Physiologia Plantarum 2003; 118(1): 10-15. (15) Sambrook J., Russell DW., Russell DW. Molecular cloning: a laboratory manual (3-volume set). Immunol 2001; 49: 895-909. (16) Hall TA. BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symposium Series 1999; 41: 95-98. (17) Srivastava N., Bhandari B., Bhatt A. PGPR isolated from rhizospheric soil of Zanthoxylum armatum DC in Garhwal Himalaya. International Journal of Herbal Medicine 2014; 2(1): 100-108. (18) Khakipour N., Khavazi K., Mojallali H., Pazira E., Asadirahmani H. Production of auxin hormone by fluorescent pseudomonads. American-Eurasian Journal of Agricultural and Environmental Sciences 2008; 4(6): 687-692. (19) Satyaprakash M., Nikitha T., Reddi E., Sadhana B., Vani SS. Phosphorous and phosphate solubilising bacteria and their role in plant nutrition. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences 2017; 6(4): 2133-2144. (20) Batool S., Iqbal A. Phosphate solubilizing rhizobacteria as alternative of chemical fertilizer for growth and yield of Triticum aestivum (Var. Galaxy 2013). Saudi Journal of Biological Sciences 2019; 26(7):1400-1410. (21) Pandey D., Putatunda C. Isolation and characterization of phosphate solubilizing bacteria from the rhizosphere of potato plant. International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences 2018; 7(01): 967-975. (22) Chen Y., Jurkevitch E., Bar-Ness E., Hadar Y. Stability constants of pseudobactin complexes with transition metals. Soil Science Society of America Journal 1994; 58(2): 390-396. (23) Abbas-Zadeh P., Saleh-Rastin N., Asadi-Rahmani H., Khavazi K., Soltani A., Shoary-Nejati AR., Miransari M. Plant growth-promoting activities of fluorescent pseudomonads, isolated from the Iranian soils. Acta Physiologiae Plantarum 2010; 32(2): 281-288. (24) Lin Z., Zhong S., Grierson D. Recent advances in ethylene research. Journal of Experimental Botany 2009; 60(12): 3311-3336. (25) Duan J., Müller KM., Charles TC., Vesely S., Glick BR. 1-aminocyclopropane-1-carboxylate (ACC) deaminase genes in rhizobia from southern Saskatchewan. Microbial Ecology 2009; 57(3): 423-436. (26) Pande A., Pandey P., Mehra S., Singh M., Kaushik S. Phenotypic and genotypic characterization of phosphate solubilizing bacteria and their efficiency on the growth of maize. Journal of Genetic Engineering and Biotechnology 2017; 15(2): 379-391. (27) Gulati A., Sharma N., Vyas P., Sood S., Rahi P., Pathania V., Prasad R. Organic acid production and plant growth promotion as a function of phosphate solubilization by Acinetobacter rhizosphaerae strain BIHB 723 isolated from the cold deserts of the trans-Himalayas. Archives of Microbiology 2010; 192(11): 975-983. (28) Rodrı́guez H., Fraga R. Phosphate solubilizing bacteria and their role in plant growth promotion. Biotechnology Advances 1999; 17: 319-339. | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,122 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 338 |
|||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||