فایدة کاربرد خاکی پتاسیم یدات برای کاهش آثار مضر تنش شوری در توت‌فرنگی

مقدمه

بهره‌وری کم گیاهان زراعی و باغی بیشتر به تنش‌های محیطی نسبت داده می‌شود. در بسیاری از نقاط دنیا گیاهان معمولاً با تنش‌های غیرزیستی مانند شوری، خشکی، دمای زیاد یا کم، مسموم‌شدن با فلزها، ازن، پرتو فرابنفش و علف‌کش‌ها مواجه‌اند که تهدید جدی برای تولید گیاهان به شمار می‌روند (Munns et al., 2006). تنش شوری از عوامل مهم محدود‌کنندة رشد رویشی و زایشی بیشتر گیاهان است (Mosleh Arany et al., 2018; Fazeli et al., 2018). سرعت گسترش شوری حدود 5/1 میلیون هکتار در هرسال تخمین زده شده است (Munns et al., 2006).

در سال‌های گذشته برای کاهش آسیب‌های ناشی از شوری در گیاهان، ترکیبات مهمی مانند هورمون‌های گیاهی، مولکول‌های علامت‌دهنده (نیتریک اکسید، هیدروژن پراکسید و غیره)، پلی‌آمین‌ها (اسپرمیدین، اسپرمین و پوترسین) و عناصر کمیاب (سلنیوم، سیلیکون و ید) استفاده شده‌اند (Hasanuzzaman and Fujita, 2011). کاربرد عنصر ید در گیاهان شوری‌دیده، علاوه‌بر کاهش تنش شوری، غنی‌شدن اندام‌های گیاه را با عنصر ید نیز سبب می‌شود؛ ازاین‌رو به استفاده از این عنصر برای کاهش آثار منفی تنش شوری توجه شده است (Leyva et al., 2011). ید از ریشه، روزنه‌ها و لایة کوتیکولی برگ جذب می‌شود. ید برای رشد گیاهان ضروری نیست؛ اما در برخی گیاهان آبزی نقش مهمی در سوخت‌و‌ساز دارد. ید پس از جذب، با بافت چوبی حمل می‌شود و میزان تجمع آن در برگ‌ها نسبت به میوه و دانه‌ها بیشتر است (Smolen et al., 2014). گیاهان یدات را به‌طور کارآمدتری نسبت به پتاسیم یدید از خاک جذب می‌کنند (Lawson et al., 2015). گیاه ید را از کانال‌های یونی حمل‌و‌نقل‌کنندة کلرید جذب می‌کند (White and Broadley, 2009)؛ بنابراین، امکان تداخل با آنیون‌های دیگر مانند نیترات، تیوسیانات و پرکلرات وجود دارد (Voogt and Jackson, 2010). گزارش‌ها دربارة تأثیرکاربرد ید بر پاسخ گیاه به تنش شوری بسیار نادر هستند (Leyva et al., 2011). تأثیر کاربرد ید بر کاهش آثار مضر تنش شوری در گیاه کاهو بررسی شده است (Blasco et al., 2011, 2013). در این گیاه کاهش تنش شوری با ید، بیشتر با افزایش توان آنتی‌اکسیدانی و بهبود روابط آبی انجام می‌شود. Blasco و همکاران (2011 و 2013) نشان داده‌اند استفاده از یدات، غلظت آسکوربیک اسید و فعالیت آنزیم کاتالاز را افزایش اما غلظت گلوتاتیون (GSH) و فعالیت سوپراکسید دیسموتاز را کاهش می‌دهد. فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز با کاربرد پتاسیم یدات (KIO₃) به‌طور مؤثری نسبت به پتاسیم یدید افزایش می‌یابد.

توت‌فرنگی (Fragaria x ananassa Duch.) گیاه چندسالة علفی است که به‌طور متوسط 3 تا 5 سال عمر می‌کند و نسبت به شوری حساس است (Karlidag et al., 2009). این گیاه یدات را به‌خوبی جذب می‌کند و انباشت یدات در برگ، ساقه و میوة توت‌فرنگی در شرایط غیرشور نشان داده شده است (Li et al., 2017). باتوجه‌به‌اینکه تأثیر کاربرد ید بر کاهش تنش شوری در گیاه توت‌فرنگی و میزان تأثیر کاربرد یدات در تنش شوری بر فعالیت فتوشیمیایی فتوسنتز در گیاهان بررسی نشده است؛ بنابراین پژوهش حاضر برای نخستین بار سازوکارهای کاهش آثار منفی تنش شوری با کاربرد خاکی غلظت‌های مختلف یدات و نیز تأثیر یدات را بر فعالیت فتوشیمیایی فتوسنتز در گیاه توت‌فرنگی بررسی می‌کند.

مواد و روش‌ها

نشاهای هم‌اندازۀ توت‌فرنگی رقم گاویتا در گلدان‌های حاوی پرلیت و در شرایط کنترل‌شدة گلخانه با دورة نوری 14 ساعت روشنایی و 10 ساعت تاریکی، دمای روزانة 27 درجة سانتی‌گراد و دمای شبانة 19 درجة سانتی‌گراد، رطوبت 78 درصد و شدت نور 250 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه کشت شدند. قبل از کشت نشاهای توت‌فرنگی در شرایط کنترل‌شده، خاک مربوط به تیمارهای یدین، با غلظت‌های 5 و50 میلی‌گرم برکیلوگرم پتاسیم یدات غنی شد. گلدان‌ها با محلول غذایی هوگلند تغییریافتة 50 درصد (Johnson et al., 1957) آبیاری شدند و pH محلول غذایی و کوکوپرلیت در 5/6 تنظیم شد. پس از گذشت یک ماه از حضور گلدان‌ها در گلخانه، تیمار شوری اعمال شد. برای تیمار شوری، نمک سدیم کلرید با غلظت 50 میلی‌مولار در محلول غذایی هوگلند تغییریافته حل و به گلدان‌ها داده شد. درنهایت پس از گذشت 10 روز از اعمال شوری، نمونه‌ها برداشت شدند. سنجش شاخص‌های فلورسانس کلروفیل سومین برگ جوان، قبل از برداشت و توزین گیاهان و سنجش رنگیزه‌ها و متابولیت‌های نمونه‌های تازه برداشت‌شده یا نگهداری‌شده در ازت مایع انجام شد.

سنجش شاخص‌های فلورسانس کلروفیل:برای تعیین فلورسانس کلروفیل، از دستگاه فلورسانس‌سنج (مدل Pocket PEA، شرکت Hansatech، انگلستان) استفاده شد. شاخص‌های فلورسانس کلروفیل در برگ‌های سازش‌یافته با تاریکی (به‌مدت حداقل 20 دقیقه) شامل F₀(فلورسانس پایه) و F_m(فلورسانس بیشینه) اندازه‌گیری شدند. برای رسم نمودار فلورسانس از آزمون JIP بهره گرفته شد. آزمون JIP داده‌های ثبت‌شدة اولیه با دستگاه فلورسانس‌سنج را به شاخص‌های بیوفیزیک تبدیل می‌کند و کمیت مراحل جریان انرژی را در فتوسیستم II تعیین می‌کند. برای رسم نمودار فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک F_m) استفاده شد. شاخص‌های زیر در اندازه‌گیری‌های فلورسانس اولیه استفاده شدند: شدت فلورسانس بیشینه (F_m)، شدت فلورسانس در 50 میکروثانیه (F_o در نظر گرفته شد)، شدت فلورسانس در 300 میکروثانیه (F_300µs) و شدت فلورسانس در 2 میلی‌ثانیه (مرحلة J). برای رسم نمودار گذار فلورسانس کلروفیل از نرم‌افزار PEA Plus نسخة 10/1 استفاده شد. در نمودار گذار فلورسانس OJIP برگ‌ها، گذار فلورسانس کلروفیل از سطح پایة O (فلورسانس کمینه) به سطح J که حدود 2 میلی‌ثانیه طول می‌کشد، مربوط به احیای Q_A با فتوسیستم PSII است. تداوم فلورسانس از سطح J به سطح I که حدود 30 میلی‌ثانیه طول می‌کشد با احیای کامل ذخایر پلاستوکوئینون مرتبط است. گذار فلورسانس از سطح I به سطح P نتیجة احیای جایگاه گیرنده الکترون فتوسیستم I است (Kalaji et al., 2011). درنهایت، شاخص‌های کارایی کمپلکس آزاد‌کنندة اکسیژن (F_v/F_o)، میزان جذب نور در فتوسیستم II به‌ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC)، عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φE_o)، میزان انتقال الکترون در واحد تهییج‌شدة برگ‌ها (ET/CS)، شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PI_abs) و بیشینة عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (F_v/F_m) بررسی شدند (Strasser and Strasser, 1995; Strasser et al., 2004).

سنجش کربوهیدرات‌های محلول (قند محلول): 01/0 گرم مادة خشک گیاهی توزین و درون هر لولة آزمایش ریخته شد و مقدار 10 میلی‌لیتر اتانول80 درصد به آنها اضافه شد. درب لوله‌ها با پارافیلم محکم بسته شد و لوله‌ها به‌مدت یک هفته در یخچال نگهداری شدند. محلول لوله‌ها با کاغذ واتمن شمارة یک صاف و روشناور برای سنجش قند محلول استفاده شد. 2 میلی‌لیتر از روشناور به لوله‌های حاوی 5 میلی‌لیتر سولفوریک اسید 98 درصد افزوده شد. پس از 30 دقیقه، جذب نمونه‌ها با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل UV-VIS Scanning UV-3100PC، شرکت Vertical، ساخت تایلند) در طول‌موج 485 نانومتر خوانده شد و غلظت قند نمونه‌ها با نمودار استاندارد گلوکز ترسیم‌شده با غلظت‌های 10 تا 50 میلی‌گرم بر لیتر به دست آمد (Cao et al. 2013).

سنجش فعالیت آنزیم‌ها: فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز براساس درصد ممانعت از احیای نیتروبلوتترازولیوم به ترکیب ارغوانی‌رنگ دی فورمازان با رادیکال سوپراکسید (O₂^•-) حاصل از تجزیة نوری ریبوفلاوین، با آنزیم موجود در عصاره اندازه‌گیری شد (Giannopolitis and Ries, 1977). نمونه‌ها بلافاصله پس از برداشت، در ازت مایع پودر شد و عصارۀ آنزیمی در بافر 25 میلی‌مولار حاوی هیدروکسی اتیل پیپرازین اتان سولفونیک اسید با 8/7=pH و اتیلن دی آمین تترا استیک اسید با غلظت 1/0 میلی‌مولار استخراج شد. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 15000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ (مدل Universal 320 R، شرکت Hettich، آلمان) و روشناورهای حاصل برای سنجش فعالیت استفاده شدند. 100 میکرولیتر از عصاره به یک میلی‌لیتر از محلول واکنشی شامل هیدروکسی اتیل پیپرازین اتان سولفونیک اسید 25 میلی‌مولار با 6/7=pH، اتیلن دی آمین تترا استیک اسید 1/0 میلی‌مولار، سدیم کربنات 50 میلی‌مولار با 2/10=pH، L-متیونین 12 میلی‌مولار، نیتروبلوتترازولیوم 75 میکرومولار و ریبوفلاوین 1 میکرومولار اضافه شد و مخلوط حاصل به‌مدت 20 دقیقه در شدت نور 150 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه برای انجام واکنش قرار گرفت. برای تهیة نمونه‌های شاهد، مخلوط یادشده بدون افزودن عصارۀ آنزیمی تهیه و جذب نمونه‌ها در 560 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. یک واحد فعالیت آنزیم براساس غلظت پروتئین آنزیمی لازم برای القای 50 درصد ممانعت از احیای نیتروبلوتترازولیوم در مقایسه با نمونه‌های شاهد بدون عصارۀ آنزیمی محاسبه و به‌صورت واحد فعالیت بر میلی‌گرم پروتئین بیان شد.

فعالیت آنزیم کاتالاز مطابق روش Simon و همکاران (1974) بر‌اساس کاهش جذب هیدروژن پراکسید (H₂O₂) در 240 نانومتر اندازه‌گیری شد. عصارۀ آنزیمی پس از پودر‌شدن نمونه‌ها در ازت مایع، در بافر فسفات با غلظت 50 میلی‌مولار و 7=pH استخراج و به‌مدت 10 دقیقه با سرعت 10000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. برای سنجش فعالیت آنزیم غلظت مناسبی از عصاره به محلول واکنش شامل بافر فسفات 50 میلی‌مولار (7=pH) و هیدروژن پراکسید 10 میلی‌مولار افزوده شد و تغییرات جذب به‌مدت دو دقیقه با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شدند. درنهایت، فعالیت آنزیم براساس ضریب خاموشی هیدروژن پراکسید (041/0 بر میلی‌مولار بر سانتی‌متر) برحسب میکرومول هیدروژن پراکسید بر میلی‌گرم پروتئین در دقیقه محاسبه شد.

سنجش متابولیت‌های مرتبط با دفاع آنتی‌اکسیدان:سنجش مالون‌دی‌آلدهید که معیاری برای بررسی میزان پراکسیداسیون لیپیدها است براساس روش Boominathan و Doran (2002) انجام شد. عصارۀ برگ در محلول 1/0 درصد تری کلرو استیک اسید استخراج و به‌مدت پنج دقیقه با سرعت 10000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. نسبت 1 به 4 از روشناور با محلول 20 درصد از تری کلرو استیک اسید حاوی 5/0 درصد تیوباربیتوریک اسید در لولۀ آزمایش با هم مخلوط شدند و به‌مدت 30 دقیقه در حمام آب گرم با دمای 95 درجۀ سانتی‌گراد قرار گرفتند؛ سپس لوله‌ها به‌سرعت در یخ سرد شدند و به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 10000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شدند. هم‌زمان با عصاره‌های برگ، محلول‌های استاندارد در محدودۀ صفر تا 100 نانومول از 3، 3، 1، 1 - تترا اتوکسی پروپان تهیه شدند و جذب نمونه‌ها در 532 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. درنهایت، غلظت مالون‌دی‌آلدهید نمونه‌ها برحسب نانومول بر گرم وزن تر محاسبه شد.

غلظت هیدروژن پراکسید براساس روش Velikova و همکاران (2000) به دست آمد. محلول استخراج برگ‌ها محلول تری کلرو استیک اسید (1/0 درصد وزنی به حجمی) بود. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 12000 دور بر دقیقه سانتریفوژ شدند و روشناور استفاده شد. 500 میکرولیتر از عصاره به یک میلی‌لیتر از محلول واکنش شامل بافر پتاسیم فسفات 10 میلی‌مولار (7=pH) و پتاسیم یدید یک مولار اضافه شد و مخلوط حاصل به‌مدت 60 دقیقه در تاریکی برای انجام واکنش قرار گرفت. جذب نمونه‌ها در 390 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. مقادیر براساس نمودار استاندارد هیدروژن پراکسید در محدودۀ صفر تا 50 نانومول محاسبه شدند.

سنجش فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز:فعالیت فنیل آلانین آمونیالیاز مطابق روش Zucker (1965) اندازه‌گیری شد. ابتدا عصارۀ آنزیمی در بافر سدیم فسفات 50 میلی‌مولار با 8/7=pH حاوی اتیلن دی آمین تترا استیک اسید با غلظت 2 میلی‌مولار و مرکاپتواتانول 18 میلی‌مولار و تریتون X-100 1/0 درصد استخراج شد. عصاره‌ها به‌مدت 15 دقیقه با سرعت 15000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ و روشناورهای حاصل برای سنجش فعالیت استفاده شدند. 100 میکرولیتر از عصاره به یک میلی‌لیتر از محلول واکنش شامل بافر سدیم بورات 50 میلی‌مولار (8/8=pH) و L-فنیل آلانین 5 میلی‌مولار اضافه شد و مخلوط حاصل به‌مدت 60 دقیقه در دمای 30 درجه برای انجام واکنش قرار گرفت. جذب نمونه‌ها در 290 نانومتر با اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. یک واحد فعالیت آنزیم براساس غلظت پروتئین آنزیمی لازم برای تولید یک نانومول سینامیک اسید محاسبه شد.

سنجش فنل کل: ازآنجاکه بیشترین ترکیبات فنلی گیاهان از نوع پلی‌فنل‌ها هستند، برای سنجش فنل کل از روش معرف فنلی فولین‌ - سیوکالتو (Mavi et al., 2004)، استفاده شد. بدین‌منظور، 5 گرم برگ پس از پودرشدن با هاون در 100 میلی‌لیتر آب مقطر به‌مدت 30 دقیقه جوشانده و سپس با کاغذ واتمن شمارة 42 صاف شد. 250 میکرولیتر معرف فولین با 25 میکرولیتر عصاره و 500 میکرولیتر محلول آبی سدیم کربنات 20 درصد مخلوط شد. نمونه‌های شاهد، عصاره نداشتند. پس از قراردادن نمونه‌ها در دمای آزمایشگاه به‌مدت 30 دقیقه، جذب آنها در طول‌موج 765 نانومتر اندازه‌گیری شد و غلظت فنل کل براساس نمودار استاندارد گالیک اسید به دست آمد. این سنجش برای هر عصاره 4 بار تکرار شد و میانگین فنل کل موجود در عصارة تیمارها به‌صورت میلی‌گرم گالیک اسید بر گرم بافت بیان شد.

سنجش فلاونوئیدها: برای سنجش غلظت فلاونوئیدها، نمونه‌های برگ در متانول حاوی آلومینیوم کلراید دو درصد ساییده شد و پس از سانتریفیوژ، روشناور برداشت و جذب آن در طول‌موج 415 نانومتر خوانده شد. از غلظت‌های صفر تا 16 میلی‌گرم بر لیتر کوئرستین برای استاندارد استفاده شد و غلظت فلاونوئیدها براساس واحد میلی‌گرم کوئرستین بر گرم وزن تر محاسبه شد (Simon et al., 1974).

اندازه‌گیری پروتئین کل: عصارۀ پروتئینی در بافر سدیم فسفات با غلظت 50 میلی‌مولار و 8/6=pH استخراج و به‌مدت 20 دقیقه با سرعت 15000 دور بر دقیقه سانتریفیوژ شد. از روشناور حاصل برای سنجش پروتئین کل با روش Bradford (1976) استفاده شد.

تحلیل آماری: آزمایش در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با چهار تکرار انجام شد. تجزیة داده‌ها با نرم‌افزار Sigma Stat نسخة 5/3 با آزمون توکی در سطح پنج درصد انجام شد.

نتایج

اثر شوری و کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر پروتئین کل و قند محلول بر‌گ‌ها: بررسی تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر پروتئین کل محلول برگ‌ها نشان داد پتاسیم یدات در تنش شوری از کاهش پروتئین کل محلول برگ‌ها جلوگیری کرد (شکل 1). کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک به‌تنهایی افزایش معنی‌دار قند محلول برگ‌ها را نسبت به برگ‌های شاهد باعث شد. همچنین کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک در شرایط شوری افزایش قند محلول برگ‌ها را تشدید کرد.

اثر شوری و پتاسیم یدات بر تغییرات نمودار گذار فلورسانس OJIP برگ‌ها: برای رسم نمودار فلورسانس از آزمایش JIP بهره گرفته شد. بررسی تغییرات نمودار فلورسانس OJIP (محور عمودی، شدت فلورسانس و محور افقی، زمان براساس میکروثانیه را نشان می‌دهد) در گیاه توت‌فرنگی در تنش شوری نشان داد به‌طور‌کلی شدت فلورسانس

شکل 1- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر پروتئین کل (A) و قند محلول (B) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

در فاز IP کاهش چشمگیری یافت و نمودار فلورسانس نسبت به حالت شاهد شکلی مسطح پیدا کرد (شکل‌های 2 و 3). کاربرد خاکی یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک آثار شوری را بر نمودار فلورسانس کاهش و شدت فلورسانس را در فاز IP افزایش داد.

شکل 2- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک بر تغییرات نمودار فلورسانس OJIP برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- برای تولید نمودار فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک F_m) استفاده شد.

شکل 3- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک بر تغییرات نمودار فلورسانس OJIP برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- برای تولید نمودار فلورسانس OJIP، از نور قرمز با طول موج 627 نانومتر و شدت 3500 میکرومول فوتون بر متر مربع بر ثانیه (برای اطمینان از رسیدن به پیک F_m) استفاده شد.

اثر شوری و پتاسیم یدات بر شاخص‌های فلورسانس کلروفیل: بررسی شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PI_abs) و بیشینة عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (F_v/F_m) در برگ‌های شوری‌دیده نشان داد، هرچند مقدار بیشینة عملکرد کوانتومی فتوسیستم II در برگ‌های شوری‌دیده تفاوت معنی‌داری با برگ‌های شاهد نداشت، شاخص کارایی فتوسیستم‌های برگ‌های شوری‌دیده در مقایسه با برگ‌های شاهد کاهش معنی‌داری نشان داد. کاربرد خاکی یدات در غلظت 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم افزایش معنی‌دار شاخص کارایی فتوسیستم‌ها را در مقایسه با شاهد باعث شد. همچنین کاربرد خاکی یدات در هردو غلظت 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم کاهش تأثیر منفی شوری را بر کارایی فتوسیستم‌ها موجب شد (شکل 4).

بررسی جزئی‌تر اثر شوری و پتاسیم یدات بر سایر شاخص‌های فلورسانس کلروفیل نشان داد شوری کاهش معنی‌دار کارایی فعالیت کمپلکس آزاد‌کنندة اکسیژن (F_v/F_o) و عملکرد کوانتومی انتقال الکترون (φE_o) را در برگ‌های توت‌فرنگی باعث شد؛ هرچند کاربرد یدات با غلظت های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک از افت این شاخص‌ها ممانعت کرد (شکل 5). تیمار یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک در شرایط شوری میزان جذب نور را در فتوسیستم II به‌ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC) تغییر نداد. تیمار یدات با غلظت‌های 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک تنها در شرایط غیرشور افزایش معنی‌دار میزان انتقال الکترون را در واحد تهییج‌شدة برگ‌ها (ET_o/CS) باعث شد.

شکل 4- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II (F_v/F_m) (A) و شاخص کارایی فتوسیستم‌ها (PI_abs) (B) در برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

شکل 5- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر کارایی کمپلکس آزاد‌کنندة اکسیژن (F_v/F_o) (A)، میزان جذب نور در فتوسیستم II به‌ازای هر مرکز واکنش (ABS/RC) (B)، عملکردکوانتومی انتقال الکترون (φE_o) (C) و میزان انتقال الکترون در واحد تهییج‌شدة (ET_o/CS) (D) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

اثر شوری و پتاسیم یدات بر متابولیسم فنلی: شوری به‌تنهایی بر فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز و غلظت فنل کل و فلاوونوئید برگ‌های توت‌فرنگی اثر نداشت؛ ولی تیمار کاربرد خاکی پتاسیم یدات 5 میلی‌گرم بر کیلوگرم افزایش معنی‌دار غلظت فنل کل را نسبت به شاهد سبب شد (شکل 6). کاربرد خاکی پتاسیم یدات50 میلی‌گرم

شکل 6- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر غلظت فنل کل (A)، غلظت فلاوونوئید (B) و فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز (C) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

بر کیلوگرم، فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز و غلظت فنل کل و فلاوونوئید برگ‌های توت‌فرنگی را در شرایط شور و غیرشور تغییر نداد.

اثر شوری و پتاسیم یدات بر فعالیت سیستم آنتی‌اکسیدان: هیچ‌کدام از تیمارهای شوری و کاربرد خاکی پتاسیم یدات، بر فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز اثر نداشتند (شکل 7)؛ هرچند تیمار هم‌زمان پتاسیم یدات با غلظت 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک و شوری، افزایش معنی‌دار فعالیت آنزیم کاتالاز برگ‌های توت‌فرنگی را در شرایط شور باعث شد.

اعمال شوری افزایش معنی‌دار غلظت هیدروژن پراکسید و مالون‌دی‌آلدهید را در برگ‌های توت‌فرنگی باعث شد (شکل 8). کاربرد تیمار پتاسیم یدات خارجی در هردو غلظت 5 و 50 میلی‌گرم بر کیلوگرم خاک هم‌زمان با شوری، افزایش غلظت هیدروژن پراکسید و همچنین مالون‌دی‌آلدهید حاصل از پراکسیداسیون غشاها را کاهش داد.

بحث

اثر شوری و پتاسیم یدات بر تنظیم اسمزی گیاه: براساس گزارش Sheteawi (2007) در گیاه لوبیا و پژوهش‌های Eleiwa و همکاران (2011) در گیاه گندم، تیمار شوری پروتئین محلول را کاهش داد. در تطابق با یافته‌های بالا، تیمار شوری کاهش پروتئین محلول را در توت‌فرنگی باعث شد؛ هرچند کاربرد خاکی پتاسیم یدات در شرایط شوری، افزایش پروتئین محلول را سبب شد و تأثیر شوری بر کاهش پروتئین محلول را کاهش داد.

شکل 7- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (A) و کاتالاز (B) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.

شکل 8- تأثیر کاربرد خاکی پتاسیم یدات بر غلظت هیدروژن پراکسید (A) و مالون‌دی‌آلدهید (B) برگ‌های توت‌فرنگی در تنش شوری- مقادیر، میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار هستند. حروف متفاوت بیان‌کنندة تفاوت معنی‌دار در سطح 05/0P< هستند.