پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شمارهها | 1,639 |
| تعداد مقالات | 13,336 |
| تعداد مشاهده مقاله | 29,936,366 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 11,973,470 |
پاسخهای فیزیولوژیک سلولهای جداکشت گیاه جعفری به میدان مغناطیسی ایستا | ||||||||||||||||||||||||
| علوم زیستی گیاهی | ||||||||||||||||||||||||
| مقاله 6، دوره 5، شماره 15، فروردین 1392، صفحه 59-68 اصل مقاله (288.64 K) | ||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||
| الهام رجببیگی1؛ فائزه قناتی* 1؛ پرویز عبدالمالکی2 | ||||||||||||||||||||||||
| 1گروه علوم گیاهی، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران، ایران | ||||||||||||||||||||||||
| 2گروه بیوفیزیک، دانشکده علوم زیستی، دانشگاه تربیت مدرس، تهران، ایران | ||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||
| سلولهای زنده دارای بار الکتریکی هستند که به واسطه حضور یونها و رادیکالهای آزاد ایجاد میشوند. میدانهای مغناطیسی با برهمکنش با یونها و به ویژه مواد فرّومگنتیک نظیر آهن بر سلولهای زنده تأثیر میگذارند. میدانهای مغناطیسی از جمله عوامل محیطی هستند که میتوانند آثار درخور توجهی را حتی در مدت زمان اندک و شدتهای پایین بر سیستمهای زنده داشته باشند. در این بررسی، سلولهای گیاه جعفری (Petroselinum crispum) در کشت تعلیقی به مدت ۴ ساعت در معرض میدان مغناطیسی ٣٠ میلیتسلا قرار گرفتند و محتوای آهن کل سلول، محتوای فرّیتین و فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی آسکوربات پراکسیداز، سوپر اکسید دیسموتاز و کاتالاز بررسی شد. بر مبنای نتایج به دست آمده میدان مغناطیسی باعث کاهش جذب آهن و به دنبال آن کاهش محتوای فرّیتین گشت. فعالیت آنزیمهای آسکوربات پراکسیداز نیز کاهش یافت که این کاهش میتواند نتیجه کاهش مشارکت آهن به عنوان واحد ساختاری در آنزیمهای فوق باشد، در حالی که فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز و کاتالاز افزایش یافت. | ||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژهها | ||||||||||||||||||||||||
| آسکوربات پراکسیداز؛ آهن؛ سوپر اکسید دیسموتاز؛ فرّیتین؛ کاتالاز؛ میدان مغناطیسی | ||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||
|
میدانهای مغناطیسی از جمله تنشهای غیرزیستی هستند که حاصل عصر تکنولوژی بوده، امروزه توجه بسیاری از محققان را به خود جلب کردهاند. این میدانها هم به صورت طبیعی و هم به صورت نتیجهای از تکنولوژی بشر امروزی، در زندگی روزمره انسان حضور داشتهاند (Belyavskaya, 2004). در مورد آثار میدانهای مغناطیسی بر سیستمهای زنده، گزارشهای ضد و نقیضی وجود دارد. از گذشتههای بسیار دور انسان به تأثیر میدان مغناطیسی بر سیستم گردش خون واقف بود و برای درمان برخی از بیماریهای خونی از آن بهره میبرده است (Santwani, 1981). تحقیقات دیگری نشان دادهاند که میدانهای مغناطیسی شدید باعث ابتلا به لوسمی در کودکان شدهکه با تخریب ملاتونین (melatonin) غده صنوبری (pineal)همراه است (Henshaw and Reiter, 2005). گزارشهایی نیز در زمینه تأثیر میدان در عالم پروکاریوتی و نیز گیاهی وجود دارد. در ٦٧ درصد مطالعات انجام شده، میدان مغناطیسی باعث کاهش درصد جوانهزنی شده است (Belyavskaya, 2004). در گیاه توتون درصد جوانهزنی بذرها، تحت تأثیر میدان مغناطیسی ۱۵/٠ تسلا (T) افزایش نشان میدهد. جوانهزنی بذرهای کاهو تحت تأثیر میدان مغناطیسی صفر تا 10 میلیتسلا افزایش یافت (Aladjadjiyan, 2002). با این حال، مکانیسم تأثیر میدانهای مغناطیسی بر سلولهای زنده هنوز به طور دقیق مشخص نشده است، ولی باید گفت که آثار مهاری یا تحریکی میدان مغناطیسی بر رشد بافتها به عواملی نظیر گونه و اندام گیاهی، فرکانس و نوع میدان، مدت زمان تیمار و سایر عوامل تنشزا بستگی دارد (Kato et al., 1989). برخی تحقیقات نشان داده است که میدان مغناطیسی میتواند به تولید و یا افزایش طول عمر رادیکالهای آزاد اکسیژن (ROS) منجر شود. تجمع این رادیکالها میتواند به تنش اکسیداتیو منجر شود (Belyavskaya, 2004; Sahebjamei et al., 2007). تنش اکسیداتیو باعث تغییر در فعالیت آنزیمها، بیان ژن و آزاد سازی کلسیم از ذخایر سلولی میشود. همچنین، این تنش میتواند بر ساختار غشا، رشد سلول و مرگ سلولها تأثیرگذار باشد (Green et al., 1999). این رادیکالها میتوانند نقش دوگانهای داشته باشند. به طوری که از یک سو باعث تخریب در سلول شود و از سوی دیگر، خود به عنوان مولکول سیگنال باعث به راه افتادن مکانیسمهای دفاعی در سلول میشوند(Belyavskaya, 2004; Ghanati et al., 2007). میدان مغناطیسی در سطح آنزیمی میتواند باعث افزایش فعالیت آنزیمهایی چون کاتالاز، کاتالاز، پلی فنل اکسیداز، پراکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز شود (Pandolfini et al., 1992). مکانیسم پیشنهادی دیگر برای نحوه عمل میدان مغناطیسی از طریق تأثیر بر مواد دارای خاصیت مغناطیسی است که مهمترین این مواد عبارتند از مواد فرّومگنتیک نظیر آهن و مواد دیامگنتیک نظیر نشاسته. آهن به عنوان عنصری ضروری برای گیاهان دارای نقش دوگانهایست، به طوری که از یک طرف در واکنشهای اکسیداسیون-احیا و ساختار بسیاری از آنزیمهای داخل سلولی نظیر کاتالاز، پراکسیداز، سوپراکسید دیسموتاز شرکت میکند و از سوی دیگر، از طریق واکنش هابر-وایس گونههای فعال اکسیژن تولید میکند (Dat et al., 2000). بنابراین، تنظیم محتوای آهن سلولی بسیار حایز اهمیّت است. فرّیتین از جمله مولکولهای مهم دخیل در تنظیم هموستازی آهن است که در تمام سلسلههای موجودات زنده یافت میشود (Theil, 1987; Briat et al., 1995; Chasteen and Harrison, 1999). فرّیتین با اکسید کردن Fe+2 به Fe+3، آهن را در هسته مرکزی خود ذخیره میکند (Laulhère and Briat, 1993) و همچنین به عنوان مادهای با گشتاور مغناطیسی (magnetic moment) نامزد مناسبی برای مطالعه برهمکنش آهن و میدان مغناطیسی در سلولهای زنده است (Cespedes and Ueno, 2009). تأثیر میدان مغناطیسی 30 میلیتسلا بر سیستمهای زیستی در گذشته روی سلولهای گیاهی و جانوری بررسی شده است (Ghanati et al., 2007; Ishiwata et al., 2008). شدت میدان 30 میلیتسلا به عنوان کمترین آستانه شدت میدان برای جابجایی مواد مغناطیسی در موجودات زنده معرفی شده است 2003) (Takashima et al.,. گیاه جعفری (Ptroselinum crispum) از خانواده چتریان (Apiaceae) است که در بسیاری از نقاط جهان و ایران دارای اهمیّت غذایی و دارویی است (Ozsoy-Sacan et al., 2006). این گیاه حاوی مقادیر بالای آهن، کلسیم، منیزیم، ویتامین C و A است (Pennington and Church, 1985). هدف این مطالعه بررسی تأثیر میدان مغناطیسی بر محتوای آهن و فرّیتین در سلولهای جداکشت گیاه جعفری است. علاوه بر این، فعالیت سه آنزیم آنتیاکسیدانی سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز نیز بررسی شده است.
مواد و روشها شرایط رشد سلولی و تیمار سلولها با میدان مغناطیسی ایستا پس از نگهداری سلولها در محیطکشتهای مختلف و چند بار واکشت آنها وزن کالوسها اندازهگیری و نتایج به دست آمده با هم مقایسه شد. بر اساس نتایج به دست آمده، محیطکشت LS تغییر یافته (Sahebjamei et al., 2007) به عنوان بهترین محیط انتخاب شد. برای تولید کالوس از بذرهای گیاه جعفری کشت شده در محیطکشت LS تغییر یافته (محیطکشت حاوی mgL-1 15/0 کینتین، mgL-1 5/1 تیامین، به منظور تعیین وزن خشک گونههای مورد بررسی، نمونهها به مدت 48 ساعت در آون 70 درجه سانتیگراد نگهداری و سپس وزن خشک آنها اندازهگیری شد. در بررسی حاضر، سلولها در روز دهم پس از واکشت، مشابه تحقیقات گذشته (Shabrangi et al., 2011)، به مدت 4 ساعت، تحت تأثیر میدان مغناطیسی ایستا (30 میلیتسلا) قرار گرفتند. پس از اتمام تیمار، سلولها برداشت شده و برای انجام تحلیلهای بیوشیمیایی در نیتروژن مایع (٨٠- درجه سانتیگراد) فریز و نگهداری شدند. اندازهگیری محتوای آهن کل 2 گرم نمونه گیاهی در کوره به مدت 2 ساعت در دمای 250 درجه سانتیگراد و سپس 2 ساعت در دمای 550 درجه سانتیگراد خاکستر شد. خاکستر حاصل در مخلوط کلریدریک اسید غلیظ و آب (1:1) هضم و سپس روی شن داغ (110 درجه سانتیگراد) خشک شد. 5 میلیلیتر اسید کلریدریک 1 نرمال به آن اضافه شد تا کل محتوای آهن هضم شده و آهن کل با دستگاه جذب اتمی سنجیده شد (Katyal and Sharma, 1980). اندازهگیری محتوای فرّیتین نمونههای فریز شده روی یخ در بافر استخراج ساییده شدند (Lukac et al., 2009) و با استفاده از کیت الایزا (ELISA) طبق روش Flowers و همکاران (1986) ارزیابی شدند. به طور خلاصه، یک گرم نمونه روی یخ و در بافر استخراج (10 میلیمولار بافر سدیم فسفات، 100 میلیمولار کلرید سدیم، پلی وینیل پیرولیدین 2 درصد و یک میلیمولار فنیل متان سولفونیل فلوراید، اسیدیته 2/7) ساییده، سپس در دمای 4 درجه سانتیگراد (دور g 15000 و به مدت 10 دقیقه) سانتریفیوژ شد. 50 میکرولیتر از محلول رویی و استاندارد به پلیتی که با آنتیبادی آنتیفرّیتین پوشیده شده بود، افزوده و سایر مراحل بر اساس دستورالعمل شرکت پیشتاز-طب انجام شد. محتوای فرّیتین بر اساس برهمکنش آنتیژن-آنتیبادی و جذب در 450 نانومتر با استفاده از الایزا ریدر (ELISA reader) سنجیده شد. اندازهگیری فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (SOD) . به منظور استخراج آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (Giannopolitis and Ries, 1977) سلولهای منجمد شده در بافر HEPES-KOH با اسیدیته 8/7، حاوی EDTA (1/0میلیمولار) عصارهگیری شد. همگنای حاصل در دمای 4 درجه سانتیگراد سانتریفیوژ شد (g15000 به مدت 15 دقیقه). بخش رویی حاصل برای سنجش فعالیت سوپراکسید دیسموتاز استفاده شد. به عصاره آنزیمی حاصل برای سنجش فعالیت سوپراکسید دیسموتاز بافر HEPES-KOH (50 میلیمولار) با اسدیته 8/7 حاوی EDTA (1/0 میلیمولار)، Na2CO3 (50 میلیمولار) با اسیدیته 2/10، L-متیونین (12 میلیمولار)، (NBT) نیترو بلو تترازولیوم (75 میلیمولار)، ریبوفلاوین (یک میکرومولار) اضافه شد. عصاره آنزیمی به مقدار مناسب یک واحد فعالیت SOD به عنوان مقدار آنزیمی در نظر گرفته شد که منجر به مهار 50 درصدی نیترو بلو تترازولیوم (NBT) در 560 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر اندازهگیری شد (Sahebjamei et al., 2007). اندازهگیری فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز (APX) . سلولهای منجمد شده گیاه جعفری در بافر سدیم فسفات (50 میلیمولار با اسیدیته 8/7) حاوی آسکوربات 5 میلیمولار، دی تیو تریتول (DTT) 5 میلیمولار، EDTA (5 میلیمولار)، کلرید سدیم (100 میلیمولار) و 2 درصد Polyvinylpyrrolidin (PVP) عصارهگیری شد. همگنای حاصل در دور g15000، به مدت 15 دقیقه در دمای 4 درجه سانتیگراد سانتریفیوژ شد. از بخش رویی برای سنجش فعالیت آسکوربات پراکسیداز استفاده شد. ترکیب واکنش شامل بافر سدیم فسفات 50 میلیمولار حاوی همه ترکیبات بالا، H2O2 (44 میکرومولار) و عصاره آنزیمی به مقدار مناسب بود. فعالیت آنزیمی APX توسط کاهش در جذب در طول موج 290 نانومتر با استفاده از ضریب ثابت 8/2 مول بر سانتیمتر و به ازای هر میلیگرم پروتئین در عصاره آنزیمی محاسبه شد (Nakano and Asada, 1987). اندازهگیری فعالیت آنزیم کاتالاز مقدار 200 میلیگرم از سلول جداکشت منجمد شده، در بافر سدیم فسفات 25 میلیمولار (اسیدیته1/6) عصارهگیری و مخلوط حاصل در g12000 و دمای 4 درجه سانتیگراد به مدت 20 دقیقه سانتریفیوژ شد. از محلول رویی برای سنجش فعالیت آنزیمی استفاده شد. به 100 میکرولیتر از عصاره آنزیمی بافر فسفات 25 میلیمولار (اسیدیته 8/6) و H2O2 (10 میلیمولار) اضافه شد. فعالیت کاتالاز با توجه به روند تجزیه H2O2 و در نتیجه، کاهش جذب در 240 نانومتر سنجیده، به ازای میلیگرم پروتئین عصاره آنزیمی محاسبه شد (Cakmak and Horst, 1991). تحلیل دادهها تمامی آزمایشها با 3 تکرار از حداقل ٣ نمونه مستقل انجام شد. مقایسه میانگینها با استفاده از نرمافزار SPSS نسخه ۱۶ و آزمون توکی (Tukey) برای تعیین معنیدار بودن تفاوتها در سطح ٠۵/٠P≤ انجام شد. ضریب همبستگی با استفاده از اندکس پیرسون تعیین شد.
نتایج و بحث افزایش آهن در داخل سلول از یک سو از طریق واکنش فنتون، مقدار Fe+2 و رادیکالهای آزاد داخل سلول را افزایش میدهد که این رادیکالها میتوانند به تخریب غشاها، پروتئینها و اسیدهای نوکلئیک منجر شوند (Becana and Moran, 1998) و از سوی دیگر، افزایش آهن باعث به راه افتادن مکانیسمهای دفاعی در داخل سلول میشود که حاصل آن کاهش محتوای آهن و حفظ هموستازی آن است. از جمله این مکانیسمهاریال ذخیره شدن آهن در اندامکهایی نظیر واکوئل و یا در مولکولهایی نظیر فیتوفرّیتین است Briat et al., 1995)؛ Chasteen and Harrison, 1999). علاوه بر این، آهن به عنوان مادهای فرّومگنتیک تحت تأثیر میدان مغناطیسی قرار میگیرد. تحقیقات گذشته نشان داده است که میدانهای مغناطیسی با افزایش اکسیداسیون لیپیدهای غشایی قادر به تغییر نفوذپذیری یونها از خلال غشای سلولها هستند (Vaezzadeh et al., 2006). با وجود این، تحقیقات انجام شده روی تغییر محتوای آهن تحت تأثیر میدانهای مغناطیسی اندک است (Dhawi and Al-Khayri, 2009). در این آزمایش، جذب آهن در پاسخ به میدان مغناطیسی کاهش یافت (شکل 1). این کاهش میتواند ناشی از تغییر نفوذپذیری غشای سلولی و یا تغییر در عملکرد کانالهای یونی تحت تأثیر میدان مغناطیسی باشد، به طوری که احتمالاً فسفولیپیدهای موجود در غشای پلاسمایی (که دارای خاصیت دیامگنتیک هستند)، تحت تأثیر میدان مغناطیسی قرار گرفته، جهت قرارگیری آنها در غشا تغییر کرده، در نتیجه، شیوه قرارگیری کانالهای موجود در غشا نیز تغییر میکند (Yao et al., 2005; Hajnorouzi et al., 2011; Radhakrishnan and Kumari, 2012). از سوی دیگر نتایج نشان داد که به دنبال کاهش محتوای آهن سلولی، میزان فیتوفرّیتین نیز کاهش مییابد (شکل 1).
شکل 1- محتوای آهن کل سلولی و میزان فرّیتین در سلولهای جداکشت گیاه جعفری در پاسخ به تأثیر میدان مغناطیسی ایستای 30 میلیتسلا به مدت 4 ساعت مقادیر، میانگین کمینه 3 تکرار ± SD است. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنیدار در سطح 05/0≥P است. ضریب همبستگی میان محتوای آهن و محتوای فرّیتین در این آزمایش بیش از 88 درصد است. برخی مطالعات نشان میدهد که رابطه مستقیمی بین محتوای فرّیتین و mRNA فرّیتین با میزان آهن سلول وجود دارد (Van der Mark et al., 1983; Lescure et al., 1991)، بنابراین، کاهش جذب آهن خود میتواند علتی برای کاهش میزان فرّیتین باشد. به طوری که مطالعات آماری نشان میدهد که ضریب همبستگی میان محتوای آهن و محتوای فرّیتین حدود 88 درصد است. از طرفی Belyavskaya (1981) پیشنهاد میکند که کاهش محتوای فیتوفرّیتین تحت تأثیر میدان مغناطیسی احتمالاً به علت مهار بیوسنتز فیتوفرّیتین باشد و یا از فیتوفرّیتین برای سنتز سایر پروتئینهای حاوی آهن استفاده شده باشد. علاوه بر فیتوفرّیتین که با جمعآوری آهن آزاد سلولی باعث کاهش احتمال وقوع واکنش فنتون و در نتیجه کاهش تولید ROS میشود، سلولها قادرند از طریق آنزیمهای آنتیاکسیدانی نیز محتوای رادیکالهای آزاد داخل سلولی را کاهش دهند نتایج به دست آمده در این بررسی نشان داد که در شرایط مورد آزمایش در سلولهای جعفری، فعالیت آنزیم SOD از ٣±۲۷ در گروه شاهد به ۲±٣۶ در گروه تیمار شده با میدان مغناطیسی افزایش یافته است (جدول 1) که مشابه نتایجی است که Celik و همکاران (2010) به دست آوردند. نتایج آنها نشان داد که طی تیمار با میدان مغناطیسی مقدار رادیکالهای آزاد افزایش مییابد و این افزایش خود میتواند به افزایش فعالیت SOD منجر شود. افزایش فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز احتمالاً موجب افزایش H2O2 میشود. به منظور جلوگیری از آثار نامطلوب افزایش H2O2، سلول با استفاده از سایر آنزیمها یا سیستمهای آنتیاکسیدانی H2O2 را جاروب میکند. جدول 1- فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز در پاسخ به میدان مغناطیسی 30 میلیتسلا. میزان فعالیت آنزیم SOD و APX به ترتیب بر اساس اختلاف جذب در ۵۶٠ و ۲٩٠ نانومتر بر میلیگرم پروتئین بیان شد. * نشاندهنده معنیدار بودن در سطح 05/۰≥P است.
در این تحقیق، اندازهگیری فعالیت APX نشان داد که APX که یکی از آنزیمهای جمع کننده ROS است، در پاسخ به میدان مغناطیسی از ۲±٨۶ در گروه شاهد به ۲±۵٠ در گروه تیمار کاهش یافت (جدول 1). این کاهش همراه با کاهش محتوای آهن سلولی است و ضریب همبستگی آن با محتوای آهن سلول بیش از 90 درصد است (جدول 2). افزایش رادیکالهای آزاد خود میتواند به تنظیم فعالیت APX منجر شود. به طوری که پیشنهاد شده در حضور میدان مغناطیسی 30 میلیتسلا فعالیت آنزیم APX و همچنین، بیان ژن یاد شده از طریق افزایش ROS مهار میشود (Sahebjamei et al., 2007). جدول 2- همبستگی میان محتوای آهن در داخل سلول با فعالیت آنزیمهای آنتیاکسیدانی (Pearson Index)
گزینه مناسب دیگر برای جمعآوری و تجزیه H2O2 کاتالاز است. همان طور که در شکل 2 دیده میشود، فعالیت آنزیم کاتالاز در پاسخ به میدان مغناطیسی افزایش یافته است.
شکل 2- فعالیت آنزیم کاتالاز در سلولهای جداکشت گیاه جعفری در پاسخ به میدان مغناطیسی ایستا 30 میلیتسلا. * نشاندهنده معنیدار بودن در سطح 05/۰≥P است. طبق واکنشهایی که در زیر آمده است افزایش فعالیت SOD به افزایش تولید H2O2منجر میشود که خود پیشماده اصلی لازم برای فعالیت کاتالاز است (Chen and Pan, 1996). بنابراین، به نظر میرسد در پاسخ به میدان مغناطیسی، فعالیت کاتالاز در سلولها افزایش یافت تا H2O2 تولید شده توسط SOD را کاهش دهد و بدین ترتیب از آثار مخرب ناشی از تجمع آن جلوگیری کند (Celik et al., 2010).
بنابراین، همان طور که انتظار میرود یکی از مکانیسمهای تأثیر میدانهای مغناطیسی بر سیستمهای زنده از طریق بر همکنش با مولکولها یا عناصر دارای ویژگیهای مغناطیسی است که در این میان آهن و مولکولهای زیستی حاوی آهن گزینههای مناسبی برای بررسی این بر همکنشها هستند. همچنین، میدانهای مغناطیسی احتمالاً با تأثیر بر ساختار فضایی آنزیم و یا تغییر میزان و سرعت اتصال سوبسترا به آنزیم (Batcioglu et al., 2002)، آثار خود را بر فعالیت آنزیمها اعمال میکنند. بدین ترتیب، با توجه به حضور آهن در ساختار آنزیمهای کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز، یکی از مکانیسمهای احتمالی تغییر فعالیت این آنزیمها در پاسخ به میدان مغناطیسی از طریق تأثیر بر آهن و به دنبال آن تغییر ساختار فضایی آنزیم است.
| ||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||
|
Aladjadjiyan, A. (2002) Study of the influence of magnetic field on some biological characteristics of Zea mays. Journal of Central European Agriculture 3: 89-94
Batcioglu, K., Ozturk, K., Atalay, S., Dogan, D., Bayri, N. and Demirtas, H. (2002) Investigation of time dependent magnetic field effects on superoxide dismutase and catalase activity. Journal of Biological Physics and Chemistry 2: 108-112.
Becana, M. and Moran, J. F. (1998) Iturbe-Ormaetxe, I. Iron-dependent oxygen free radical generation in plants subjected to environmental stress: toxicity and antioxidant protection. Plant and Soil 201: 137-147.
Belyavskaya, N. A. (1981) Changes in plastid ultrastructure in pea meristem cells exposed to magnetic fields with conditionally zero magnetic intensity. Ukrainian Botanical Journal 37: 81-82. (in Ukrainian).
Belyavskaya, N. A. (2004) Biological effects due to weak magnetic field on plants. Advances in space Research 34(7): 1566-1574.
Briat, J. F., Fobis-Loisy, I., Grignon, N., Lobréaux, S., Pascal, N., Savino, G., Thoiron, S., Von Wirén, N. and Van Wuytswinkel, O. (1995) Cellular and molecular aspects of iron metabolism in plants. Biology of the Cell 84: 69-81.
Cakmak, I. and Horst, W. J. (1991) Effect of aluminum on lipid peroxidation, superoxide dismutase, catalase, and peroxidase activities in root tips of soybean (Glycine max). Physiologia Plantarum 83: 463-468.
Celik, H., Aşik, B., Gürel, S., and Katkat, A. (2010) Effects of potassium and iron on macro element uptake of maize. Zemdirb Agriculture 97: 11-22.
Céspedes, O. and Ueno, S. (2009) Effects of radio frequency magnetic fields on iron release from cage proteins. Bioelectromagnetics 30: 336-342.
Chasteen, N. D. and Harrison P. M. (1999) Mineralization in ferritin: an efficient means of iron storage. Journal of Structural Biology 126: 182-194.
Chen, C. and Pan, Z. (1996) Assay of superoxide dismutase activity by combining electrophoresis and densitometery. Botanical Bulletin of Academia Sinica 37: 107-111.
Dat, J., Vandenabeele, S., Vranova, E., Van Montagu, M., Inze, D. and Van Breusegem, F. (2000) Dual action of the active oxygen species during plant stress responses. Cellular and Molecular, Life Sciences 57: 779-795.
Dhawi, F. and Al-Khayri, J. (2009) Magnetic fields induce changes in photosynthetic pigments content in date palm (Phoenix dactylifera L.) seedlings. The Open Agriculture Journal 3: 1-5
Flowers, C. A., Kuizon M., Beard J. L., Skikne B. S., Covell A. M. and Cook J. D. A. (1986) Serum ferritin assay for prevalence studies of iron-deficiency. American Journal of Hematology 23(2): 141-151.
Ghanati, F., Abdolmaleki, P., Vaezzadeh, M., Rajabbeigi, E. and Yazdani, M. (2007) Application of magnetic field and iron in order to change medicinal products of Ocimum basilicum. Environmentalist 27: 429-434.
Giannopolitis, C. N. and Ries S. K. (1977) Superoxide dismutase I occurrence in higher plants. Plant Physiology 59: 309-314.
Green, L. M., Miller, A. B., Agnew, D. A., Greenberg, M. L., Li, J., Villeneuve, J. P. and Tibshirani, R. (1999) Child- hood leukaemia and personal monitoring of residential exposures to electric and magnetic fields in Ontario, Canada. Cancer Causes Control 10: 233-243.
Hajnorouzi, A., Vaezzadeh, M., Ghanati, F., jamnezhad, H. and Nahidian, B. (2011) Growth promotion and a decrease of oxidative stress in maize seedlings by a combination of geomagnetic and weak electromagnetic fields. Journal of Plant Physiology 168: 1123-1128.
Henshaw, D. and Reiter, R. (2005) Do magnetic fields cause increased risk of childhood leukaemia via melatonin disruption? Bioelectromagnetics 26(S7): 86-97
Ishiwata, S., Taguchi, Y., Murakawa, H., Onose, Y. and Tokura, Y. (2008) Low-magnetic-field control of electric polarization vector in a helimagnet. Science 319: 1643-1646.
Kato, R., Kamada, H. and Asashma, M. (1989) Effect of high and very low magnetic field on the growth of hairy roots of Daucus carotta and Atropa belladonna. Cell Physiology 30: 605-608
Katyal, K. C. and Sharma, B. D. (1980) A new technique of plant analysis to resolve iron chlorosis. Plant and Soil, 55: 105-109.
Kos, P., Oláh, R., Zok, A., Horváth, G., Szegedi E., Váradi, G., Bálo, B. and Hideg, E. (2008). The role of ferritin in enhancing the stress tolerance of grapevine. Acta Biologica Szegediensis 52: 41-43
Laulhère, J. and Briat, J. (1993) Iron release and uptake by plant ferritin: effects of pH, reduction and chelation. Biochemical Journal 290: 693-699.
Lescure, A., Proudhon, D., Pesey, H., Ragland, M., Theil, E. C. and Briat, J. (1991) Ferritin gene transcription is regulated by iron in soybean cell cultures. Biochemistry 88: 8222-8226.
Lukac, R. J., Aluru, M. R. and Reddy, M. B. (2009) Quantification of ferritin from staple food crops. Journal of Agriculture and Food Chemistry 57: 2155-2161.
Nakano, Y. and Asada, K. (1987) Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate radical. Plant Cell Physiology 28(1): 131-140.
Ozsoy-Sacan, O., Yanardag, R., Orak, H., Ozgey, Y., Yarat, A. and Tunali, T. (2006) Effects of parsley (Petroselinum crispum) extract versus glibornuride on the liver of streptozotocin-induced diabetic rats. Journal of Ethno Pharmacology 104: 175-181.
Pandolfini, T., Gabbrielli, R. and Comparini, C. (1992) Nikel toxicity and peroxidase activity in seedlings of Triticum aestivum L. Plant, Cell and Environment 15: 719-725.
Pennington, J. and Church, H. (1985) Bowes and church’s food values of portions commonly used. 14th Ed, Lippincott, Williams and Wilkins, Pennsylvania.
Radhakrishnan, R. and Kumari, B. (2012) Pulsed magnetic field: a contemporary approach offers to enhance plant growth and yield of soybean. Plant Physiology and Biochemistry 51: 139-144.
Sahebjamei, H., Abdolmaleki, P. and Ghanati, F. (2007) Effects of magnetic field on the antioxidant enzyme activities of suspension-cultured tobacco cells. Bioelectromagnetics 28: 42-47.
Santwani, M. T. (1981) The Art of Magnetic Healing. B. Jain Publishers, New Delhi.
Shabrangi, A., Majd, A. and Sheidai, M. (2011) Effects of extremely low frequency electromagnetic fields on growth, cytogenetic, protein content and antioxidant system of Zea mays L. African Journal of Biotechnology 10: 9362-9369.
Takashima, Y., Ikehata, M., Miakoshi, J. and Koana, T. (2003) Inhibition of UV-induced G1 arrest by exposure to 50 Hz magnetic fields in repair-proficient and -deficient yeast strains. International Journal of Radiation Biology 79: 919-924.
Theil, E. C. (1987) Ferritin: structure, gene regulation, and cellular function in animals, plants, and microorganisms. Annual Review of Biochemistry 56: 289-315.
Vaezzadeh, M., Noruzifar, E., Ghanati, F., Salehkotahi, M. and Mehdian, M. (2006) Excitation of plant growth in dormant temperature by steady magnetic field. Journal of Magnetism and Magnetic Materials 302: 105-108.
Van der Mark, F., Bienfait, F. and Van den Ende, H. (1983) Variable amounts of translatable ferritin mRNA in bean leaves with various iron contents. Biochemical and Biophysical Research Communications 115: 463-469.
Yao, Y., Li, Y., Yang, Y. and Li, C. (2005) Effect of seed pretreatment by magnetic field on the sensitivity of cucumber (Cucumis sativus) seedlings to ultraviolet-B radiation. Environmental and Experimental Botany 54: 286-294.
| ||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 824 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 453 |
||||||||||||||||||||||||